Influence de la fonctionnalisation chimique des nanofils de silicium

2.2.1. Terminaison chimique et tension de surface.

Sans modification chimique de surface, les nanofils de silicium s’oxydent à l’air. La présence d’une couche d’oxyde de silicium natif combinée à la structure de nanofils rend le support superhydrophile: l’eau infiltre et mouille entièrement les nanofils de silicium, provoquant l’étalement d’une goutte d’eau d’1µl sur un disque de 4 à 5 millimètres.

Le faisceau laser du spectromètre de masse irradiant sur un disque de diamètre de 180 micromètres, il convient de confiner un maximum d’analytes dans cette région. De cette manière, un nombre plus important d’analytes arrivent au même instant au détecteur, et par conséquent le signal correspondant aux analytes est maximisé.

Comme nous l’avons vu au Chapitre 2 .4, l’angle de contact d’une goutte d’eau déposée sur les nanostructures change suivant la propension des atomes de la surface à se lier ou non avec des molécules d’eau. En greffant des molécules dont on contrôle la terminaison chimique à la surface des nanostructures, on peut alors varier l’énergie de surface et angles de contact. Pour donner quelques valeurs : la tension de surface à l’interface eau/air est de 70m N.m^-1 ; à l’interface eau/silicium plat, la tension de surface est de 23,9 mN.m^-1 pour le silicium silanisé (Chapitre 2 .3.1) par de l’octadécyltrichlorosilane, ou encore de 24,7 mN.m^-1 pour le silicium modifié par une chaîne plus courte avec l’octyltrichlorosilane.

Ici, plus l’angle de contact de la goutte contenant les analytes est grand, plus les analytes seront restreints dans un petit diamètre lors du séchage de la goutte. Cependant, pour un angle de contact supérieur à 150°, la goutt e aura tendance à rouler (rolling boll effect – Annexe 1). Au niveau pratique, cela pose des difficultés à déposer la goutte et conduit à un dépôt des analytes non uniforme.

Il faut donc trouver une situation intermédiaire qui permette à la fois de restreindre les analytes dans une petite zone et de les répartir uniformément dans celle-ci. Plusieurs solutions de fonctionnalisation chimique des nanofils de silicium sont possibles pour cela.

Nous avons étudié l’effet de différentes terminaisons chimiques de surface (Si-OH, CH3, CF3). Les surfaces qui ont donc été testées et qui ont finalement toutes abouti à des résultats similaires en sensibilité et qualité d’analyses LDI-MS sont les suivantes :

- Nanofils de silicium silanisés par l’octadécyl-trichlorosilane (OTS), confèrant un angle de contact de 160° à la surface de nanofils de sili cium. Nous avons testé la méthode de dépôt des analytes par un contact de 30 secondes (pas d’allers-retours de la goutte dans la pipette, Figure 3.1) entre la goutte contenant les analytes et les nanofils de silicium ainsi modifiés par l’OTS. Les analytes se déposent alors en surface par interaction hydrophobes (liaisons non-covalentes, Chapitre 2 .3.2).

- Nanofils de silicium silanisés par l’OTS. Celui-ci confère un angle de contact de 160°

à la surface des nanofils de silicium, nous avons exposé la surface ainsi silanisée à l’UV/ozone. Cela permet de dégrader la couche hydrophobe et de réduire l’angle de contact de 160° à 120° (Figure 3.2).

Figure 3.2. Angle de contact des nanofils de silicium fonctionnalisés par l’OTS avant (gauche) et après exposition à l’UV/ozone (droite).

- Nanofils de silicium silanisés par l’octyl-diméthylchlorosilane (ODMCS). Celui-ci confère un angle de contact de 105° à la surface de s nanofils de silicium.

Figure 3.3. Angle de contact (105°) des nanofils de silicium fonctionnalisés par l’ODMCS.

- Nanofils de silicium silanisés par le perfluorodecyl-trichlorosilane (PFTS). Celui-ci confère un angle de contact de 150° à la surface de s nanofils de silicium. Nous avons choisi de ne pas dégrader la couche obtenue par UV/ozone car nous avons souhaité étudié l’influence de la tension de surface crée par les groupements CF₃ et l’effet chimique des atomes de fluor sur l’efficacité en désorption/ionisation. Il est en effet possible que l’UV/ozone altère la nature des groupements CF₃. Nous avons donc procédé à un dépôt des analytes par un contact de 30 secondes (pas d’allers-retours de la goutte dans la pipette) entre la goutte contenant les analytes et les nanofils de silicium ainsi modifiés par le perfluorotrichlorosilane. Les analytes se déposent alors en surface par interaction hydrophobes (liaisons non-covalentes, Chapitre 2 .3.2).

2.2.2. Résultats et discussion

Notre étude montre qu’il n’y a pas de réelle différence d’efficacité pour les analyses LDI- MS de peptides standards selon les différents « revêtements hydrophobes » : terminaisons de surface CF₃ ou CH₃, différentes tensions de surfaces et angle de contacts (superhydrophobe à hydrophobe), différentes longueurs des chaines carbonées, application ou non d’un traitement UV/ozone aux chaînes C₁₈H₃₇.

Ces résultats laissent supposer que les analytes sont accessibles au faisceau laser quelque soit la méthode de dépôt ou les différents revêtements hydrophobes testés. Il semble donc que l’infiltration des analytes soit limitée pour chacun de ces cas.

Par ailleurs, Vertes et al. ont mis en évidence l’existence d’une énergie d’activation nécessaire à la désorption des analytes et le fait qu’elle augmente avec la polarité de la surface.¹⁴⁹ Dans notre cas, il n’y a pas d’influence notable entre les différentes surfaces testées. Cela reste admissible si on considère que les forces de polarité entrant en jeu sont faibles pour nos surfaces.

Pourtant, les forces d’interaction liant les analytes à la surface ne sont pas négligeables.

Par exemple, il n’est pas possible de détecter en LDI-MS des peptides greffés de manière covalente à la surface des nanofils de silicium Les liaisons covalentes nécessiteraient une intensité laser trop élevée qui finirait par cliver certaines des autres liaisons covalentes des peptides, compromettant le principe même de l’ionisation douce. Nous avons remarqué que des biomolécules de masses supérieures à 3000 Da sont plus difficilement détectées, probablement parce qu’elles sont plus fortement liées à la surface et nécessitent une énergie d’activation plus grande pour se désorber. La

Figure 3.4 illustre bien le fait que la qualité des pics diminue lorsque les masses à détecter sont plus importantes.

Figure 3.4. Spectre d’analyse du mélange de l’insulin bovine (5734 Da), la thioredoxin (protéine de Escherichia coli, 11700 Da), et l’apomyoglobin (16952 Da) par LDI-MS sur nanofils de silicium silanisés par OTS puis exposés à l’UV/ozone.