UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS
FACULDADE DE ENGENHARIA DE ALIMENTOS
JULIANA DOMINGUES DOS SANTOS CARVALHO
MICROENCAPSULAÇÃO DE ÁCIDO ASCÓRBICO UTILIZANDO
SPRAY CHILLING: PRODUÇÃO E CARACTERIZAÇÃO
Campinas- SP 2018
MICROENCAPSULAÇÃO DE ÁCIDO ASCÓRBICO UTILIZANDO
SPRAY CHILLING: PRODUÇÃO E CARACTERIZAÇÃO
Dissertação de Mestrado apresentada à Faculdade de Engenharia de Alimentos da Universidade Estadual de Campinas como parte dos requisitos exigidos para obtenção do título de Mestra em Engenharia de Alimentos.
Orientadora: Profa. Dra. Miriam Dupas Hubinger Coorientadora: Dra. Glazieli Marangoni de Oliveira
ESTE EXEMPLAR CORRESPONDE À VERSÃO FINAL DA DISSERTAÇÃO DEFENDIDA PELA ALUNA JULIANA DOMINGUES DOS SANTOS CARVALHO E ORIENTADA PELA PROFA. DRA. MIRIAM DUPAS HUBINGER
Campinas- SP 2018
Universidade Estadual de Campinas
Biblioteca da Faculdade de Engenharia de Alimentos Márcia Regina Garbelini Sevillano - CRB 8/3647
Carvalho, Juliana Domingues dos Santos, 1991-
C253m Microencapsulação de ácido ascórbico utilizando spray chilling : produção e caracterização / Juliana Domingues dos Santos Carvalho. – Campinas, SP : [s.n.], 2018.
Orientador: Miriam Dupas Hubinger.
Coorientador: Glazieli Marangoni de Oliveira.
Dissertação (mestrado) – Universidade Estadual de Campinas, Faculdade de Engenharia de Alimentos.
1. Vitamina C. 2. Capacidade antioxidante. 3. Micropartículas lipídicas. I. Hubinger, Miriam Dupas. II. Oliveira, Glazieli Marangoni de. III. Universidade Estadual de Campinas. Faculdade de Engenharia de Alimentos. IV. Título.
Informações para Biblioteca Digital
Título em outro idioma: Ascorbic acid microencapsulation using spray chilling: production and
characterization.
Palavras-chave em inglês:
Vitamin C
Antioxidant capacity Lipid microparticles
Área de concentração: Engenharia de Alimentos Titulação: Mestra em Engenharia de Alimentos Banca examinadora:
Miriam Dupas Hubinger [Orientador] Carlos Raimundo Ferreira Grosso Chiu Chih Ming
Data de defesa: 07-03-2018
Profa. Dra. Miriam Dupas Hubinger - Presidente da Banca Examinadora
Faculdade de Engenharia de Alimentos (FEA)
Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP), Campinas, SP.
Prof. Dr. Carlos Raimundo Ferreira Grosso – Membro Titular
Faculdade de Engenharia de Alimentos (FEA)
Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP), Campinas, SP.
Dr. Chiu Chih Ming – Membro Titular
Pesquisador - Campinas/SP
A Ata da desefa com as respectivas assinaturas dos membros encontra-se no processo de vida acadêmica do aluno.
“O que prevemos raramente ocorre; o que menos esperamos geralmente acontece.”
(Benjamin Disraeli)
Dedico este trabalho aos meus pais, Jurema e Robson, por todo amor e apoio.
Mesmo à distância tudo fizeram por mim. Amo muito vocês.
Agradeço primeiramente a Deus por todas as dádivas alcançadas até hoje, pela constante presença em minha vida e por nunca me deixar desistir dos meus sonhos.
Aos meus amados pais, Jurema e Robson, por serem meu alicerce nessa jornada desconhecida e entenderem meus momentos de ausência. Sem vocês nada disso seria possível. Eu amo vocês.
Ao meu maior incentivador, Gley Junior, pela paciência e ajuda de todos os dias. Sem você eu não teria chegado até aqui.
À Profª Drª Miriam Dupas Hubinger pela orientação deste trabalho e pela grande contribuição para a minha formação profissional e pessoal.
Á Dra Glazieli Marangoni pela coorientação deste trabalho e ensinamentos.
A todos os membros da banca examinadora, pelas sugestões e correções, que muito contribuíram para o enriquecimento deste trabalho.
Á Unicamp e a Faculdade de Engenharia de Alimentos que abriram suas portas e disponibilizaram toda a estrutura para a realização deste trabalho.
Ao CNPQ pela concessão da bolsa de estudos, à Fapesp e à Capes pelo suporte financeiro.
A toda a equipe do LEP, em especial à Vanessa pela paciência, prontidão e carinho em ajudar.
As queridas amigas do LEP, que acompanharam e me ajudaram durante esses dois anos de Mestrado em Engenharia de Alimentos: Klycia, Fernanda, Vivian, Renata, Larissa, Ana Gabriela C., Gabriela Vollet e Eliana. Sem vocês teria sido muito mais difícil.
Aos meus amigos de graduação que continuaram a fazer parte da minha vida, em especial à Isabela Reis e Bianca Alves, pela verdadeira amizade, torcida, incentivo e conselhos.
Aos professores de graduação pelo incentivo e conselhos valiosos.
A todos que de alguma forma contribuíram para a concretização deste trabalho.
função de suas propriedades antioxidantes. Entretanto esse composto é oxidativo e de natureza reativa, podendo causar problemas de degradação e instabilidade em sistemas alimentares que os contêm. As limitações do AA podem ser minimizadas a partir da incorporação desse ativo em micropartículas lipídicas (MPLs), que são capazes de promover progressivamente a liberação do composto para o meio aplicado. Com base nesse contexto, o objetivo deste trabalho foi produzir e caracterizar MPLs constituídas de óleo de palma totalmente hidrogenado (PATH) e óleo de palma (PA) para encapsular o AA, mediante a técnica de spray chilling. As proporções de PATH:PA foram variadas em diferentes formulações: F1 (100:0), F2 (90:10), F3 (80:20), F4 (70:30) e F5 (60:40), respectivamente, enquanto que a relação entre o material de parede (MP) e o material recheio (MR) foi fixada em 80:20, respectivamente. O PATH e o PA foram quimicamente caracterizados e as MPLs com e sem o AA obtidas por spray chilling foram avaliadas quanto ao comportamento térmico via DSC, distribuição de tamanho e diâmetro médio das partículas e morfologia de superficie por MEV. Os diâmetros médios das MPLs com o AA variaram de 97,80 a 181,29 µm e foram influenciados pelo aumento na proporção de PA na formulação e pela adição do ativo em forma de cristal, enquanto as MPLs sem o ativo apresentaram menores valores de diâmetro. As imagens obtidas por MEV das MPLs com AA revelaram partículas esféricas, superfícies rugosas e com aglomerados. Adicionalmente, foram realizadas análises de microscopia por hot-stage, polimorfismo e eficiência de encapsulação total (EET) e eficiência de encapsulação efetiva (EEE) nas MPLs com AA. A EEE das MPLs variou de 80,22 a 93,51 %, sendo novamente influenciada pelo incremento de PA em cada formulação e pelo tamanho da partícula. Para o estudo da estabilidade por ciclização térmica foram avaliadas três formulações de MPLs com AA, que foram armazenadas em ciclos de 48 hs nas temperaturas de 30 ºC e 45 ºC, alternadamente. Ao final do processo de armazenamento as MPLs apresentaram ausência de alterações em suas propriedades térmicas, predominância do polimorfo β’ e valores de retenção de AA satisfatórios, variando de 74,25 a 83,07%. É possível concluir que as MPLs com maiores proporções de PA e de maiores diâmetros foram capazes incorporar adequadamente ativo e isso levou a elevados valores de eficiência de encapsulação.
Ascorbic acid (AA) is widely used in food industries as active because of its antioxidant properties. However, this compound is oxidative and of a reactive nature, which can cause problems of degradation and instability in food systems that contain them. The limitations of AA can be minimized by incorporating this active into lipid microparticles (LMPs), which are capable of progressively promoting the release of the compound to the surroundings applied. Based on this context, the objective of this work was to produce and characterize LMPs composed of fully hydrogenated palm oil (FHPO) and palm oil (PO) to encapsulate AA, using the spray chilling technique. The proportions of FHPO: PO were varied in different formulations: F1 (100:0), F2 (90:10), F3 (80:20), F4 (70:30) and F5 (60:40) respectively, while the ratio of wall material (WM) to active material (AM) was set at 80:20, respectively. The FHPO and PO were chemically characterized and LMPs with and without AA obtained by spray chilling were evaluated for thermal behavior via DSC, size distribution and mean particle diameter and surface morphology by MEV.The mean diameters ranged from 97,80 to 181,29 μm and were influenced by the increase in the ratio of PO in the formulation and by the addition of the active crystal, since particles without active showed smaller values of diameter. The images of LMPs with AA obtained by MEV revealed spherical particles, rough surface and with agglomerates. In addition, analyzes of hot-stage microscopy, polymorphism and total encapsulation efficiency (TEE) and effective encapsulation efficiency (EEE) were performed in LMPs with AA. The EEE of the LMPs varied from 80.22 to 93.51%, being again influenced by the increase of PO in each formulation and by the particle size. For the thermal cyclization stability study, three formulations of LMPs with AA were evaluated, which were stored in cycles of 48h at temperatures of 30 °C and 45 °C, alternately. At the end of the storage process, the LMPs showed no changes in their thermal properties, predominance of the polymorph β’ and satisfactory AA retention values ranging from 74,25 to 83,07%. It is possible to conclude that LMPs with higher proportions of PO and larger diameters were able to properly incorporate active AA and this led to high values of encapsulation efficiency.
Figura 3.2. Formação dos cristais lipídicos. ... 21
Figura 3.3. (A) Estruturas Polimórficas de triacilgliceróis. (B) Estruturas das Cadeias. ... 22
Figura 3.4. Principais modelos de micropartículas: microcápsulas e microesferas... 27
Figura 3.5. Representação esquemática do efeito labirinto, usando compostos lipídicos como material de parede... 28
Figura 3.6. Representação da reação de oxidação do ácido L-ascórbico ... 32
Figura 4.1. (a) Mini Spray Dryer B-290 Büchi. (b) Desumidificador Büchi-B296 ... 35
Figura 5.1. Curva de fusão (A) e cristalização (B) do óleo de palma obtida por DSC... 45
Figura 5.2. Curva de fusão (A) e cristalização (B) do óleo de palma totalmente hidrogenado obtido por DSC. ... 46
Figura 5.3. Micropartículas lipídicas sem ativo. ... 48
Figura 5.4. Curvas de fusão para o PATH e PA puros e para as micropartículas lipídicas obtidas de suas misturas em diferentes proporções. ... 49
Figura 5.5. Curvas de cristalização para o PATH e PA puros e para as micropartículas lipídicas obtidas de suas misturas em diferentes proporções. ... 52
Figura 5.6. Distribuição de tamanho das micropartículas sem ativo. ... 55
Figura 5.7. Imagens obtidas por MEV das micropartículas lipídicas sem ativo das misturas 100:0 e 90:10 ... 57
Figura 5.8. Imagens obtidas por MEV das micropartículas lipídicas sem ativo das misturas 80:20 e 70:30 ... 58
Figura 5.9. Imagens obtidas por MEV das micropartículas lipídicas sem ativo da mistura 60:40 ... 59
Figura 5.10. Distribuição de tamanho do ácido ascórbico e de suas micropartículas lipídicas ... 69
Figura 5.11. Imagens obtidas por MEV das micropartículas lipídicas com ácido ascórbico das misturas 100:0 e 90:10... 72
Figura 5.12. Imagens obtidas por MEV das micropartículas lipídicas com ácido ascórbico das misturas 80:20 e 70:30... 73
Figura 5.14. Difratograma do ácido ascórbico ... 75 Figura 5.15. Difração de Raios-X do PATH e PA e das diferentes micropartículas lipídicas incorporadas
com ácido ascórbico. ... 76
Figura 5.16. Curvas de fusão das micropartículas lipídicas produzidas com ácido ascórbico em
diferentes proporções de PATH e PA e do ácido ascórbico ... 79
Figura 5.17. Curvas de cristalização para as micropartículas lipídicas produzidas com ácido ascórbico
em diferentes proporções de PATH e PA. ... 82
Figura 5.18. Microscopia ótica das micropartículas lipídicas com placa de aquecimento ... 86 Figura 5.19. Eficiência de encapsulação efetiva de ácido ascórbico nas micropartículas lipídicas E1
(80:20), E2(70:30) e E3 (60:40), mantidas em ciclos de 48h nas temperaturas de 30 e 45°C. ... 88
Figura 5.20. Difratograma de Raios-X das micropartículas lipídicas E1(80:20 – PATH:PA) mantidas em
ciclos de 48h nas temperaturas de 30 e 45°C. ... 91
Figura 5.21. Difratograma de Raios-X das micropartículas lipídicas E2 (70:30 – PATH:PA) mantidas em
ciclos de 48h nas temperaturas de 30 e 45°C. ... 91
Figura 5.22. Difratograma de Raios-X das micropartículas lipídicas E3(60:40 – PATH:PA) mantidas em
ciclos de 48h nas temperaturas de 30 e 45°C. ... 91
Figura 5.23. Curva de fusão das micropartículas lipídicas E1(80:20 – PATH:PA) mantidas em ciclos de
48h nas temperaturas de 30 e 45°C ... 94
Figura 5.24. Curva de fusão das micropartículas lipídicas E2 (70:30 – PATH:PA) mantidas em ciclos de
48h nas temperaturas de 30 e 45°C ... 94
Figura 5.25. Curva de fusão das micropartículas lipídicas E3 (60:40 – PATH:PA) mantidas em ciclos de
Tabela 3.2. Composição de triacilgliceróis no óleo de palma. ... 24 Tabela 3.3. Resumo de trabalhos envolvendo a produção de micropartículas lipídicas por spray chilling
(ou cooling/ congealing) ... 30
Tabela 4.1. Descrição das formulações utilizadas na produção de micropartículas lipídicas. ... 34 Tabela 5.1. Composição de ácidos graxos do óleo de palma (PA) e óleo de palma totalmente
hidrogenado (PATH). ... 41
Tabela 5.2. Composição de triacilgliceróis no óleo de palma (PA) e óleo de palma totalmente
hidrogenado (PATH). ... 43
Tabela 5.3. Dados obtidos das curvas de fusão e cristalização do óleo de palma e óleo de palma
totalmente hidrogenado, por calorimetria de varredura diferencial (DSC). ... 47
Tabela 5.4. Condições de ensaio e rendimento do processo de produção de micropartículas lipídicas 47 Tabela 5.5. Dados obtidos das curvas de fusão das micropartículas lipídicas de PA e PATH em
diferentes proporções, por calorimetria de varredura diferencial (DSC). ... 51
Tabela 5.6. Dados obtidos das curvas de cristalização das micropartículas lipídicas de PA e PATH em
diferentes proporções, por calorimetria de varredura diferencial (DSC). ... 53
Tabela 5.7. Diâmetro das micropartículas lipídicas sem ativo (µm) ... 54 Tabela 5.8. Condições de ensaio e rendimento do processo de produção de micropartículas lipídicas
carregadas com ácido ascórbico. ... 60
Tabela 5.9. Dados para EET, EEE e teor de AAs das micropartículas lipídicas produzidas por spray chilling. ... 62 Tabela 5.10. Diâmetro das micropartículas lipídicas e do ativo ácido ascórbico. ... 65 Tabela 5.11. Short spacings (Å) do ácido ascórbico, do óleo de palma totalmente hidrogenado, do óleo
de palma e de suas partículas carregadas com o ativo. ... 77
Tabela 5.12. Dados obtidos das curvas de fusão das micropartículas lipídicas produzidas com AA em
diferentes proporções, por calorimetria de varredura diferencial (DSC).. ... 80
Tabela 5.13. Dados obtidos das curvas de cristalização das micropartículas lipídicas produzidas com
Tabela 5.15. Eficiência de encapsulação efetiva nas micropartículas lipídicas E1 (80:20 – PATH:PA),
MPLs: micropartículas lipídicas; PA: óleo de palma;
PATH: óleo de palma totalmente hidrogenado; TAGs: triacilgliceróis;
AG: ácido graxo; PF: ponto de fusão;
OTH: gorduras totalmente hidrogenadas, MP: material de parede;
MA: material ativo (AA); MR: material de recheio (AA);
DSC: calorimetria de varredura diferencial; MEV: microscopia eletrônica de varredura; ΔHfusão: entalpia de fusão;
ΔHcristalização: entalpia de cristalização;
Tonset,f: temperatura inicial de fusão;
Tonset,c: temperatura inicial de cristalização;
Tendset,f: temperatura final de fusão;
Tendset,c: temperatura final de cristalização;
Tpeak,f: temperatura de pico de fusão;
Tpeak,c:temperatura de pico de cristalização;
EET: eficiência de encapsulação total; EEE:eficiência de encapsulação efetiva; AAs: ácido ascórbico superficial; PGPR: Polirricinoleato de poliglicerol.
1. INTRODUÇÃO E JUSTIFICATIVA ... 16 2. OBJETIVOS ... 18 2.1. OBJETIVOS GERAIS ... 18 2.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ... 18 3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA... 19 3.1. LIPÍDIOS ... 19 3.1.1. Cristalização Lipídica ... 20 3.1.2. Polimorfismo... 21
3.2. ÓLEO DE PALMA E HARD FAT DE PALMA... 23
3.3. PROCESSO DE MICROENCAPSULAÇÃO: MPLs ... 25 3.3.1. Spray Chilling ... 27 3.4. ANTIOXIDANTES ... 31 3.4.1. Ácido Ascórbico ... 32 4. MATERIAL E MÉTODOS ... 34 4.1. MATERIAL ... 34
4.2. PREPARAÇÃO DAS AMOSTRAS PARA A ATOMIZAÇÃO ... 34
4.3. PROCESSO DE OBTENÇÃO DAS MPLs POR SPRAY CHILLING... 35
4.4. MÉTODOS ANALÍTICOS ... 36
4.4.1. Composição em Ácidos Graxos ... 36
4.4.2. Composição em Triacilgliceróis ... 36
4.4.3. Comportamento Térmico do MP e das MPLs com e sem Ativo ... 36
4.4.4. Distribuição de Tamanho e Diâmetro Médio das MPLs ... 37
4.4.5. Morfologia de Superfície por Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) ... 37
4.4.6. Eficiência de Encapsulação Total (EET) ... 38
4.4.7. Eficiência de Encapsulação Efetiva (EEE) ... 38
4.4.8. Determinação do teor de ácido ascórbico nas MPLs – Espectrofotômetro ... 38
4.4.9. Microscopia por Hot-stage ... 39
4.4.10. Polimorfismo... 39
4.5. ESTUDO DA ESTABILIDADE POR CICLIZAÇÃO TÉRMICA DAS MPLs CONTENDO AA. 39 4.6. ANÁLISE ESTATÍSTICA ... 40
5.1.1. Composição em Ácidos Graxos ... 41
5.1.2. Composição em Triacilgliceróis ... 43
5.1.3. Comportamento Térmico do Material de Parede ... 44
5.2. PRODUÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE MPLs SEM ATIVO... 47
5.2.1. Condições de Processo e Rendimento das MPLs ... 47
5.2.2. Comportamento Térmico das MPLs sem AA ... 49
5.2.3. Diâmetro Médio e Distribuição de Tamanho ... 54
5.2.4. Morfologia ... 56
5.3. PRODUÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DAS MPLs CONTENDO AA ... 60
5.3.1. Condições de Processo e Rendimento das MPLs com AA ... 60
5.3.2. Eficiência de Encapsulação ... 62
5.3.3. Diâmetro médio e distribuição de tamanho das MPLs com AA ... 65
5.3.4. Morfologia ... 70
5.3.5. Polimorfismo... 75
5.3.6. Comportamento Térmico das MPLs com AA... 79
5.3.7. Microscopia por Hot-stage (MHS)... 85
5.4. ESTUDO DA ESTABILIDADE POR CICLIZAÇÃO TÉRMICA ... 87
5.4.1. Eficiência de Encapsulação ... 88
5.4.2. Comportamento de Fusão e Polimorfismo das MPLs. ... 90
6. CONCLUSÕES ... 97
7. SUGESTÕES PARA ESTUDOS FUTUROS ... 98
8. POSSÍVEIS APLICAÇÕES DAS MPLs ... 99
9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ... 100
1. INTRODUÇÃO E JUSTIFICATIVA
O ácido ascórbico (AA), também conhecido como vitamina C, é um antioxidante natural muito utilizado na indústria de alimentos. A ação antioxidante do AA está relacionada a sua capacidade de doar átomos de hidrogênio, neutralizando radicais livres, além de ser seguro para a utilização em alimentos. Entretanto, esse composto é oxidativo e de natureza reativa, podendo causar problemas de degradação e instabilidade em sistemas alimentares que os contêm (FENNEMA, DAMODARAN, & PARKIN, 2010; ABBAS et al., 2012).
Os fatores que podem influenciar na oxidação do AA incluem os íons metálicos, como Cu2+ e Fe3+, oxigênio, umidade, calor, luminosidade, pressão ou condições levemente alcalinas
(pH>6,0) (REKHA et al., 2012; RIBEIRO & SERAVALLI, 2004). A tecnologia de microencapsulação é um método capaz de minimizar os fatores que interferem na instabilidade do AA e na sua aplicação em matrizes alimentícias (ABBAS et al., 2012).
A microencapsulação é uma técnica que permite o revestimento de substâncias ativas como: partículas sólidas, gotas de líquidos e dispersões com um filme protetor, através do uso de um agente encapsulante, também conhecido como material de parede (MP). O material a ser encapsulado pode ser nomeado como: agente ativo, material de recheio, núcleo ou fase interna. Entretanto, os materiais que formam as micropartículas podem receber diversas denominações, tais quais: cobertura, veículo, membrana, casca, carreador ou parede (SOBEL, VERSIC & GAONKAR, 2014; THIES, 2003).
Assim sendo, as vantagens em utilizar a tecnologia de microencapsulação estão relacionadas à aplicação de aditivos instáveis, melhoria do processamento e da textura dos ingredientes devido à baixa higroscopicidade, aumento da solubilidade e a capacidade de dispersão em diferentes tipos de materiais (COMUNIAN & FAVARO-TRINDADE, 2016).
O spray chilling é um método utilizado para a microencapsulação de bioativos, utilizando compostos hidrofóbicos como MP com a finalidade de microencapsulação de materiais que podem ser solúveis em água (hidrofílicos) ou não, em função de sua capacidade de atrasar, ou inibir, a liberação desses compostos em ambientes úmidos (AUGUSTIN & SANGUANSRI, 2007). Entre os materiais empregados como MP hidrofóbicos estão as ceras e as gorduras de grau alimentício (ABBAS et al., 2012). A ampla disponibilidade de diferentes fontes lipídicas na natureza propicia o desenvolvimento de diferenciados materiais para o revestimento das micropartículas lipídicas (MPLs).
Os benefícios do processo por spray chilling é a proteção proporcionada pelas MPLs ao AA em relação ao oxigênio e à umidade, resultando em maior estabilidade e biodisponibilidade do ativo, uma liberação melhor controlada do material ativo (MA), redução na higroscopicidade dos ativos hidrofílicos, além de ser uma técnica de menor custo e fácil reprodutibilidade (ABBAS et al., 2012).
Entretanto, a principal desvantagem dessa técnica de microencapsulação é a quantidade significante de material ativo que permanece localizado na superfície das micropartículas. Essa limitação está diretamente relacionada ao tipo de partícula formada (matriz) e ao fenômeno de polimorfismo dos óleos e gorduras vegetais, o qual consiste na capacidade de um lipídio sólido apresentar a mesma composição química, no entanto, delinear diferentes estruturas cristalinas e empacotamentos moleculares (MCCLEMENTS & DECKER, 2010).
Os ésteres de ácidos graxos presentes nos lipídios podem disponibilizar ao sistema diversas formas cristalinas, as principais são α, β e β’. Essas estuturas cristalinas podem exibir cristais de diferentes tamanhos, distintas hidrofobicidades e densidades, que impactam diretamente nas propriedades físicas e nas características de encapsulamento das MPLs. As formas polimórficas mais estáveis tendem a apresentar um empacotamento mais denso das moléculas, isto pode influenciar na expulsão antecipada do ativo contido nas MPLs (GOUIN, 2004; SATO & UENO, 2011; RIBEIRO, BASSO E KIECKBUSCH, 2013).
As transições polimórficas desses materiais podem ser modificadas, ou ainda, aprimoradas a partir de uma escolha adequada da matéria prima, das condições de cristalização e de armazenamento das MPLs (MULLER et al., 2002). Ativos que requerem uma expulsão mais acelerada das MPLs para o meio podem ser produzidos com lipídios que naturalmente apresentam estruturas mais compactas, formadas por cristais β, como o óleo de soja e o óleo de canola, assim como, ativos que necessitam de uma MPL mais flexível, com cristais suáveis, podem ser elaborados com óleo de palma ou óleo de algodão, típicos de cristais β’ (OLIVEIRA et al., 2015b) .
Com base neste contexto, o objetivo deste trabalho foi produzir MPLs por spray chilling, carregadas com AA para uma liberação controlada/modificada desse antioxidante nos alimentos, a fim de aumentar a vida útil dos produtos alimentícios. Neste estudo foram elaboradas e avaliadas MPLs com e sem o ativo, formadas por diferentes proporções de óleo de palma (PA) e óleo de palma totalmente hidrogenado (PATH) como MP. As MPLs com AA que apresentaram os melhores resultados físicos químicos foram submetidas a um estudo da estabilidade por ciclização térmica, na tentativa de determinar a estabilidade e a liberação do ativo para o meio durante o processo de distribuição ou de estocagem dos produtos alimentícios.
2. OBJETIVOS
2.1. OBJETIVOS GERAIS
O principal objetivo desse estudo foi obter, caracterizar e avaliar a estabilidade de micropartículas lipídicas preparadas por spray chilling, para o encapsulamento do ácido ascórbico, utilizando como material de parede o óleo de palma totalmente hidrogenado e o óleo de palma.
2.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Estudar o comportamento térmico e a capacidade de formação de partículas lipídicas a partir de misturas contendo o óleo de palma totalmente hidrogenado e o óleo de palma e, para possibilitar sua aplicação como material de parede para a microencapsulação do AA;
Caracterizar as partículas sem ativo (padrão) de modo a comparar com as carregadas de AA;
Microencapsular o AA em micropartículas lipídicas constituídas de diferentes proporções de óleo de palma totalmente hidrogenado e óleo de palma;
Caracterizar as partículas formadas por spray chilling em relação ao comportamento térmico, morfologia, distribuição de tamanho e diâmetro médio, polimorfismo e capacidade de retenção do composto para uma liberação controlada/modificada;
Avaliar a estabilidade das partículas na estocagem mediante o uso de ciclização de temperaturas;
3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 3.1. LIPÍDIOS
Óleos e gorduras são moléculas lipídicas constituídas por aproximadamente 98 % de triacilgliceróis (TAGs); essas moléculas, em geral, são solúveis em solventes orgânicos e insolúveis em água. Os lipídios também apresentam em sua composição química variadas substâncias como fosfolipídios, glicolipídios entre outros (KODALI, 2005). Os TAGs são formados a partir da reação de esterificação de uma molécula de glicerol com três moléculas de ácidos graxos (AGs) e são abundantemente encontrados em produtos alimentícios (RIBEIRO & SERAVALLI, 2004). Contudo, cada AG é capaz de ocupar diferentes posições na molécula de TAG, conforme a Figura 3.1, proporcionando grande diversidade de combinações.
Figura 3.1. Molécula de triacilglicerol, onde R1, R2 e R3 representam a cadeia alquila.
Os AG saturados são compostos isentos de duplas ligações ao longo de sua cadeia carbônica, ou seja, apresentam somente ligações simples; os mais comuns são os ácidos graxos: láurico (C 12:0), mirístico (C 14:0), palmítico (C 16:0) e esteárico (C 18:0) (KODALI, 2005). Enquanto os AG insaturados apresentam uma ou mais duplas ligações; essas insaturações podem estar presentes em qualquer parte da molécula, dando origem a diversos isômeros (NICHOLS & SANDERSON, 2003). A livre rotação dos átomos de carbono na molécula é impedida pela ligação dupla e determina a formação de dois segmentos na cadeia, que podem se situar do mesmo lado (cis), originando uma cadeia intensamente dobrada, ou podem situar-se em lados opostos (trans), delineando uma estrutura espacial similar às cadeias de AG saturados (McCLEMENTS & DECKER, 2010).
Os AG saturados apresentam elevado ponto de fusão (PF) em razão da linearidade da cadeia carbônica, ou seja, a sua estrutura tridimensional promove um melhor empacotamento dos
TAGs, o que aumenta as interações moleculares e a força de van der Walls entre as moléculas (NICHOLS & SANDERSON, 2003). Sistemas lipídicos com elevado teor de AG saturados são sólidos em uma ampla faixa de temperatura (25-40 oC). Por sua vez, os AG insaturados na configuração cis,
apresentam-se naturalmente no estado líquido e o seu PF é relativamente baixo. Enquanto, os AG insaturados na configuração trans são mais lineares que os AG na configuração cis, resultando em um empacotamento mais forte entre as cadeias e em pontos de fusão mais elevados (NICHOLS & SANDERSON, 2003; RIBEIRO & SERAVALLI, 2004).
Os lipídios exibem uma complexa mistura de TAGs que apresentam diferentes PF, podendo, portanto fundir-se em um amplo intervalo de temperatura (RIBEIRO & SERAVALLI, 2004). Nos TAGs, essa propriedade está associada ao tamanho da cadeia carbônica, grau de insaturações, ramificações e distribuição dos AGs na molécula de glicerol (NICHOLS & SANDERSON, 2003; RIBEIRO & SERAVALLI, 2004).
3.1.1. Cristalização Lipídica
O complexo comportamento de cristalização lipídica é capaz de interferir em diversas características dos óleos e gorduras, como as propriedades físico-químicas e sensoriais, podendo conduzir à formação de diferentes estruturas cristalinas (RIBEIRO & SERAVALLI, 2004).
Segundo Hartel (2001), para obter cristais a partir do estado líquido é necessário que uma força motriz seja fornecida ao sistema termodinâmico até atingir um estágio de supersaturação. Neste ponto as moléculas se unem para formar um núcleo mais estável, caracterizando assim o processo de cristalização. A transição de um lipídio líquido para sólido (cristalização) é exotérmica, pois com o agrupamento das moléculas ocorre a liberação de energia e as interações moleculares são mais intensas (McCLEMENTS & DECKER, 2010).
A conformação e as características dos cristais lipídicos irão depender da taxa de resfriamento e da temperatura de cristalização utilizada durante o resfriamento do material (HARTEL, 2013). No decorrer de um processo de resfriamento lento, cristalizam-se primeiro os TAGs com elevado PF, que podem se dissolver em outras moléculas de PF inferiores. Se um óleo é resfriado de forma rápida, os diferentes TAGs do sistema lipídico se cristalizam simultaneamente, ocorrendo a formação de uma solução sólida com cristais homogêneos (O’BRIEN, 2004; RIBEIRO & SERAVALLI, 2004).
O arranjo cristalino dos óleos e gorduras tem considerável influência nas suas propriedades físicas (consistência, ponto de fusão, etc.) e é dependente do tipo de TAG presente, da distribuição dos AG na molécula lipídica, da pureza e das condições de cristalização (temperatura, taxa
de resfriamento, forças de cisalhamento e tipos de solventes empregados) (NICHOLS & SANDERSON, 2003; TIMMS, 1995).
O processo de cristalização é dividido em duas fases: nucleação (indução de cristais) e crescimento de cristais (HARTEL, 2013). A nucleação compreende a formação de agregados moleculares, que, acima de um determinado tamanho são estáveis e podem crescer e se desenvolver em cristais. Um núcleo é o menor cristal que pode existir em um sistema lipídico, a uma determinada temperatura e concentração. O núcleo se inicia quando agrupamentos de moléculas se colidem (clusters), tornando-se associados umas às outras através das interações moleculares. Seu crescimento ocorre através da incorporação de outras moléculas no cristal em crescimento e, esse processo, depende apenas do grau de supersaturação ou sub-resfriamento (MARANGONI, 2005; McCLEMENTS & DECKER, 2010).
Após a consolidação dos núcleos formados, os cristais começam a crescer ligeiramente, baseada na força motriz para cristalização e esse crescimento persiste até se atingir o estado de equilíbrio de todo o sistema. O crescimento sucede da ligação de moléculas a uma superfície cristalina ou a molécula de TAG, que pode retornar à fase supersaturada liquida (HARTEL, 2013). A movimentação contínua de moléculas na superfície do cristal e o resultado destes processos determina a taxa de crescimento, que é diretamente proporcional ao sub-resfriamento e varia inversamente com a viscosidade do sistema. A nucleação e crescimento de cristais são eventos que podem ocorrem simultaneamente (FOUBERT et al., 2007). A Figura 3.2 a seguir ilustra o processo de formação dos cristais lipídicos.
Figura 3.2. Formação dos cristais lipídicos (SATO, 2013).
3.1.2. Polimorfismo
O polimorfismo é a capacidade de um material encontrar-se sob o formato de distintos arranjos cristalinos, com diferentes empacotamentos moleculares, sendo as formas polimórficas α, β e β aquelas comumente encontradas em lipídios (Figura 3.3 A) (SATO & UENO 2011).
A estrutura de uma sub-célula pode ser definida como a menor unidade espacial de repetição no decorrer do eixo da cadeia alquila dentro de uma unidade de célula. Uma sucessão
frequente destas cadeias reproduz uma lamela, a qual irá corresponder ao modelo de empacotamento transversal das cadeias alifáticas (SATO, 2001; SATO & UENO, 2011). Conforme apresenta a Figura 3.3 B, o empacotamento dos TAGs pode ser duplo (DCL ou 2L), quando as estruturas químicas são semelhantes, em cadeias triplas (TCL ou 3L), quando um ou dois AGs possuem composição química variada. As estruturas com cadeias quádruplas (QCL ou 4L) e sêxtuplas (HCL ou 6L) são evidenciadas em TAGs que apresentam AG assimétricos (ACEVEDO & MARANGONI, 2014; SATO, 2001).
Figura 3.3. (A) Estruturas Polimórficas de Triacilgliceróis. (B) Estruturas das Cadeias. (SATO & UENO, 2011).
Os cristais α apresentam o empacotamento hexagonal (H), e são formados rapidamente durante o resfriamento. São elementos altamente instáveis e apresentam vida curta. Os cristais na forma com empacotamento ortorrômbico (O┴) formam estruturas com estabilidade intermediária, sendo capazes de englobar elevada porção de óleo líquido na rede cristalina. A forma β proporciona um empacotamento mais estável com estrutura triclínica (T//), ou seja, é constituído de cadeias planas
e paralelas, acarretando em maior ponto de fusão e calor latente (MARANGONI, 2005; MARTINI et al., 2006; McCLEMENTS & DECKER, 2010).
A velocidade de transformação das transições polimórficas é dependente do grau de homogeneidade dos TAGs. As gorduras com baixa variabilidade de TAGs transformam-se rapidamente na forma estável β. Enquanto, as que possuem distribuição randômica de TAGs podem apresentar a forma β´ (MARANGONI, 2005). Além disso, fatores como formulação, velocidade de resfriamento e o calor de cristalização afetam o número e o tipo dos cristais formados. Entretanto, como as gorduras são misturas complexas de diferentes tipos de TAGs, em determinada temperatura, as diferentes formas polimórficas podem coexistir (SATO, 2001).
As gorduras são monotrópicas, ou seja, sua transformação polimórfica acontecerá sempre no sentido do cristal mais estável. A estabilidade termodinâmica e o ponto de fusão das três formas aumentam na seguinte ordem: α < β < β (McCLEMENTS & DECKER, 2010).
Em condições normais de sub-resfriamento, gorduras com tendência de cristalização na forma β incluem os óleos de soja, amendoim, canola, milho e oliva, além da banha, opostamente, os óleos de palma e algodão, a gordura do leite e o sebo cristalizam geralmente na forma β’ (RIBEIRO et
al., 2015; FOUBERT et al., 2007).
A propriedade física de transições polimórficas influencia na produção de partículas lipídicas sólidas, podendo mostrar baixos valores de eficiência de encapsulação e liberação do núcleo durante o armazenamento (RIBEIRO et al., 2012).
3.2. ÓLEO DE PALMA E HARD FAT DE PALMA
A palma (Elaies guinensis jacquin) é uma planta, que produz frutos dos quais se extraem dois tipos distintos de óleos: o óleo de palma ou azeite de dendê, extraído do mesocarpo, e o óleo de palmiste, procedente da semente. A palma é originária da África ocidental e foi implantada no Brasil, primeiramente, no Estado da Bahia, no fim do século XVI e em seguida na região amazônica na qual, atualmente, estão as maiores áreas cultivadas. (LIN, 2002; VENTURIERI et al., 2009).
Entre os maiores produtores mundiais destacam-se a Malásia e a Indonésia, que contribuem com cerca de 87 % da produção mundial do produto. Em 2009 os países possuíam de 4 a 5,3 milhões de hectares plantados (ALMEIDA, 2012). Enquanto, a produção brasileira é de cerca de 300 mil toneladas e a maior parte é oriunda do território paraense. No entanto a produção nacional não consegue abastecer a demanda interna que hoje é de, aproximadamente, 500 mil toneladas ano, ou seja, o país importa o produto (CERNE, 2017).
A palma é a oleaginosa de valor econômico mais produtivo de que se tem conhecimento. Sua produtividade média é de 4 toneladas de óleo por hectare/ano, dez vezes mais que o óleo de soja, ou seja, ele é mais competitivo no mercado mundial do que os produtos similares (CERNE, 2017). É um produto extremamente versátil e pode ser encontrado em mais de 50% dos produtos nos supermercados, desde óleos de cozinha, margarina, sorvetes, chocolates, biscoitos a detergentes e cosméticos. (TEOH, 2010).
O PA é constituído de duas frações; uma líquida e outra sólida, diferenciadas por sua composição em AG e por seu PF. A oléina, fase líquida, é comumente utilizada como óleo de cozinha e em frituras, no entanto, a estearina é frequentemente utilizada na fabricação de alimentos processados, por ser a fração sólida (MACHADO et al., 2007; GEE, 2007).
O PA possui quantidades similares de AG saturados e insaturados, o que confere ao produto uma adequada estabilidade oxidativa e uma consistência semisólida à temperatura ambiente, com PF entre 35-40°C (BARISON, 2005; LIN 2002). O principal AG saturado no PA é palmítico (C 16:0), que está distribuído na maioria dos seus ésteres de glicerol e, por isso, suas formas polimórficas são altamente estáveis na forma β’ (LIN, 2002; WADA, 2007). Os principais AGs desse óleo e suas principais frações estão listados na Tabela 3.1 e na Tabela 3.2 apresenta a composição em TAGs do PA.
Tabela 3.1. Composição em ácidos graxos do óleo de palma e de suas principais frações. (Adaptado de GEE,
2007).
Ácido Graxo Óleo de Palma Composição em Ácidos Graxos (%) Oleína de Palma Estearina de Palma
C 12:0 0,10 - 0,40 0,20 - 0,40 0,10- 0,30 C 14:0 1,00 - 1,40 0,90 - 1,20 1,10 - 1,70 C 16:0 40,90 - 47,50 36,80 - 43,20 49,80 - 68,10 C 18:0 3,80 - 4,80 3,70 - 4,80 3,90 - 5,60 C 18:1 36,40 - 41,20 39,80 - 44,60 20,40 - 34,40 C 18:2 9,20 - 11, 60 10,40 - 12,90 5,00 - 8,90 C 18:3 0,05 - 0,60 0,10- 0,60 0,00 - 0,50 C 20:0 0,20 - 0,70 0,30 - 0,50 0,00 - 0,50
Ácidos graxos: C 12:0: Láurico; C 14:0: mirístico, C 16:0: palmítico, C 18:0: esteárico, C 18:1: oleico, C 18:2: linoleico, C 18:3: linolênico, C 20:0: araquídico.
Tabela 3.2. Composição de triacilgliceróis no óleo de palma (Adaptado de OMAR et al., 2015).
Triacilglicerol % (m/m) OLL 0,60 PLL 1,90 MPL 0,90 OLO 2,00 PLO 10,80 PLP 8,90 MPP 0,70 OOO 3,90 POO 24,30 POP 27,70 PPP 5,10 SOO 2,10 POS 4,60 PPS 0,80 SOS 0,30
O PA exibe cerca de 5,20 % de diacilgliceróis (DAGs) e sua presença faz com que a transição polimórfica da forma α para β’ ocorra de forma lenta, se comparada aos demais óleos e gorduras naturais (BERGEL, 2001).
Na tentativa de estabilizar o polimorfo β’ e acelerar o processo de cristalização do óleo de palma é possível adicionar ao lipídio pequenas quantidades de óleos totalmente hidrogenados (OTH), também conhecidas como hard fats (BARISON, 2005).
Os óleos totalmente hidrogenados são gorduras obtidas a partir do processo de
hidrogenação catalítica dos óleos, na qual são eliminadas todas as insaturações presentes nos AGs (BARISON, 2005). Esses produtos apresentam menor custo de produção industrial e por possuírem elevado PF e composição uniforme de TAGs, são capazes de atuar como sementes de cristalização de óleos e gorduras(O´BRIEN, 2004; RIBEIRO et al., 2009).
A hidrogenação total do PA ocorre da conversão dos AG insaturados: oleico (C 18:1) e linoleico (C 18:2) no AG saturado esteárico (C 18:0) durante a produção de PATH (óleo de palma totalmente hidrogenado). O uso deste como material de semeadura em PA minimiza os efeitos de incompatibilidade entre os dois lipídios e apresentam a mesma tendência polimórfica (DEMAN; DEMAN & BLACKMAN, 1989; O’BRIEN, 2004).
A composição química do PATH é homogênea e bem definida, apresentando essencialmente os AGs 16:0 (56 %) e C 18:0 (44 %), seu PF varia de 58 a 65 °C e possui tendência a formar cristais no tipo β’. A presença TAGs de alto PF e a dominância de AGs de cadeias maiores favorece a diminuição do tempo de indução da cristalização (GUNSTONE, 2005; OLIVEIRA, 2011). Portanto, a adição de PATH no PA atua como núcleos preferenciais de cristalização, promovendo uma redução no período de nucleação e intensifica a velocidade de cristalização lipídica (OLIVEIRA, 2011).
3.3. PROCESSO DE MICROENCAPSULAÇÃO: MPLs
A técnica de microencapsulação consiste na imobilização de um ou mais compostos por um ou mais material de parede, que possam proteger o ativo contra fatores externos, tais como; a luz, elevada concentração de oxigênio, calor e umidade. O desenvolvimento de um sistema para a proteção do ativo inibe a evaporação de compostos voláteis, acoberta sabores e odores desagradáveis nos alimentos e, ao mesmo tempo, retarda a liberação antecipada do ativo prolongando o efeito da ação do componente no meio aplicado (RAY et al., 2016; COMUNIAN & FAVARO-TRINDADE, 2016).
A tecnologia de microencapsulação agrega determinados quesitos de qualidade aos produtos. Desse modo, essa técnica tem sido utilizada na indústria alimentícia para potencializar o efeito de aditivos instáveis nos alimentos, melhorar o processamento e a textura dos ingredientes,
aumentar a solubilidade e a capacidade de dispersão em diferentes tipos de materiais (COMUNIAN & FAVARO-TRINDADE, 2016).
Entretanto, a eficiência de encapsulação e estabilidade das micropartículas são fortemente influenciadas pela escolha do material de parede. Portanto o material de parede deve ser capaz de atender alguns requisitos, tais como (RAY et al., 2016):
Apresentar boas propriedades reológicas e facilidade de manipulação;
Possuir capacidade de dispersar ou emulsionar o material de recheio e de manter as emulsões estáveis;
Capacidade de aprisionar em sua estrutura o material ativo durante as etapas de processamento e armazenamento;
Devem liberar os solventes ou outros materiais utilizados no decorrer do processo de microencapsulação sobre secagem ou em outras condições;
Devem proporcionar proteção máxima ao material ativo contra condições ambientais adversas (por exemplo, oxigênio, calor, luz e umidade).
A solubilidade do solvente deve ser de uso alimentício (por exemplo, água e etanol).
Uma vez que nenhum material de revestimento possui particularmente todas essas propriedades, estes podem ser utilizados de forma combinada ou serem modificados pela incorporação de aditivos, tais como surfactantes (DESAI e PARK, 2005).
As micropartículas produzidas pelos diferentes métodos de microencapsulação são conhecidas como microcápsulas ou microesferas (Figura 3.4). As microcápsulas são consideradas sistemas do tipo reservatório onde conseguimos notar a presença de um núcleo contendo a substância ativa a matriz (invólucro), podendo apresentar mais de um núcleo e/ou várias paredes para um mesmo núcleo. Enquanto as microesferas são sistemas onde o ativo encontra-se dissolvido em uma matriz homogênea ou heterogênea, no qual o ativo encontra-se suspenso. As partículas podem ser classificadas por tamanho em 3 categorias: macro- (>5000 µm), micro (0,2 - 5000 µm) e nano (<0,2 µm) (COMUNIAN & FAVARO-TRINDADE, 2016; SILVA et al., 2003).
Figura 3.4. Principais modelos de micropartículas: microcápsulas e microesferas (SILVA et al., 2003).
É possível encontrar em literatura, pesquisas científicas que avaliaram micropartículas desenvolvidas com polímeros naturais, polímeros sintéticos, ceras, proteínas, polissacarídeos e lipídios, em que cada material apresenta diferentes especificidades de aplicação (CARMO et al, 2012). Especificamente, em relação aos lipídios, há uma diversidade de matérias-primas para a formulação das micropartículas que podem conduzir à formação de diferentes micropartículas lipídicas (MPLs). As MPLs apresentam, essencialmente, moléculas lipídicas em sua constituição e podem ser desenvolvidas com a finalidade de promover uma liberação modificada de aditivos alimentares hidrofóbicos ou hidrofílicos, quando aplicadas nos produtos industrializados (BATTAGLIA & GALLARATE, 2012).
As MPLs apresentam menor toxicidade, seu processo de obtenção é praticável e reprodutivo e, comumente, as matérias primas utilizadas têm baixo custo de formulação (BATTAGLIA & GALLARATE, 2012; PASSERINI et al., 2010). Entretanto, as MPLs apresentam como desvantagem uma rígida microestrutura que podem reduzir a capacidade de encapsulamento e promover uma rápida liberação do ativo em virtude das transições polimórficas dos óleos e gorduras naturais. Contudo existe à necessidade de estudar os hábitos polimórficos das misturas lipídicas a serem utilizadas como material de parede, a fim de utilizar o polimorfismo como gatilho de liberação ao invés de desvantagem (BATTAGLIA & GALLARATE, 2012).
3.3.1. Spray Chilling
O método de microencapsulação por spray chilling utiliza compostos hidrofóbicos na sua formulação. Tal procedimento tem encontrado propósito na microencapsulação de materiais hidrofílicos, tais como as vitaminas, enzimas, probióticos, medicamentos acidificantes e alguns aromas, por prolongar a liberação desses componentes em ambientes úmidos (AUGUSTIN & SANGUANSRI, 2007).
No processo de obtenção de MPLs por spray chilling os agentes encapsulantes de fonte lipídica são fundidos em uma temperatura acima do ponto de fusão do sistema. Posteriormente por um
processo de dispersão, o ativo é incorporado e homogeinizado a esse sistema lipídico. A mistura, lipídio e ativo, é bombeada por uma bomba peristáltica até o bico de atomização, o qual é responsável pela pulverização do material no interior da câmara de resfriamento, levando a formação de gotículas lipídicas, que se cristalizam rapidamente ao primeiro contato com o ar frio. As micropartículas formadas são conduzidas pelo ar até um ciclone, no qual são recolhidas para um pote coletor (CHAMBI et
al.,2008; THIES, 2003).
Na técnica de spray chilling os materiais empregados como encapsulantes hidrofóbicos incluem as ceras e as gorduras de grau alimentício, enquanto os mesmos permitem menor difusão dos compostos hidrofílicos (GOUIN, 2004). Portanto, as micropartículas procedentes desse processo são insolúveis em água e proporcionam propriedades físico-químicas adequadas para o encapsulamento de componentes com elevada hidrofilicidade, como as vitaminas (ABBAS et al., 2012).
O mecanismo de liberação do ativo das MPLs produzidas por spray chilling pode ocorrer por forças osmóticas, difusão, ruptura mecânica e principalmente por fusão dos lipídios constituintes da matriz (GOUIN, 2004). A Figura 3.5 mostra que a característica de difusão ocorre preferencialmente nos óleos devido à desordem dos cristais lipídicos, e nas gorduras esse comportamento manisfesta-se de forma intermédiaria. Entretanto, nas ceras, as placas de cristais que se formam são capazes de dificultar o processo de difusão (MELLEMA et al., 2006).
Figura 3.5. Representação esquemática do efeito labirinto, usando compostos lipídicos como material de
parede, onde (a) óleo, (b) gordura e (c) cera (MELLEMA et al., 2006).
A técnica de spray chilling apresenta como principal desvantagem a quantidade significante de material ativo localizada na superfície das micropartículas ou que tem acesso direto ao meio. A cinética de liberação também pode ser influenciada por fatores, como: as forças osmóticas, a difusão lenta da água através das imperfeições do material de parede, os mecanismos de ruptura das partículas, entre outros (GOUIN, 2004). Contudo, a cinética de liberação pode ser melhorada pela modificação da estrutura cristalina do material de recobrimento. Sabe-se que ésteres de AGs têm as formas cristalinas α, β’ e β que exibem diferentes tamanhos de cristais, hidrofobicidade e densidades,
que podem impactar nas características das micropartículas. Como as formas polimórficas mais estáveis tendem a apresentar um empacotamento mais denso das moléculas, isto pode ocasionar em mudanças estruturais nas micropartículas, influenciando na retenção do material de recheio (SATO & UENO, 2005; RIBEIRO et al., 2015).
Esse método apresenta como vantagens a não utilização de solventes na formulação e no processo de produção, o tempo de processo é relativamente curto e é uma técnica que apresenta menor custo (GOUIN, 2004; ILIC et al., 2009).
A Tabela 3.3 sintetiza alguns trabalhos encontrados na literatura que utilizaram a técnica de spray chilling para microencapsular diferentes aditivos.
Tabela 3.3. Resumo de trabalhos envolvendo a produção de micropartículas lipídicas por spray chilling (ou cooling/ congealing).
Material de Recheio Material de Parede Surfactante Referência
Teofilina; Fenbufeno. Ácido graxo esteárico; Cera de carnaúba; Cutina HR®; Compritol 888 ATO®. - (RODRIGUEZ et al., 1999)
Felodipina. Cetanol ;ácido graxo esteárico; Cutina® HR and Precirol® ATO 5
cera de carnaúba. - (SAVOLAINEN et al., 2003)
Vitamina A, iodo e ferro. Óleo de palma totalmente hidrogenado Polirricinoleato de glicerol (PGPR). Lecitina de soja ou poliglicerol (WEGMULLER et al., 2006)
Solução de glicose; Caseína ou Hidrolisado de
Caseína.
Misturas de ácido graxo esteárico + ácido graxo láurico ou ácido graxo esteárico +
ácido graxo oleico. Triestearato de sorbitano. (CHAMBI et al., 2008)
Solução de glicose Ácido graxo oleico e esteárico Lecitina. (RIBEIRO et al., 2012)
Lactobacillus acidophilus + prebióticos
co-incoporados inulina e polidextrose. Gordura interesterificada de palma e palmiste. - (OKURO et al., 2013)
Fitoesteróis. Misturas de gordura vegetal hidrogenada baixo trans e ácido graxo esteárico - (ALVIM et al., 2013)
Ácido Ascórbico. Misturas de ácido graxo láurico e oleico PGPR (SARTORI et al., 2015)
Ácido Ascórbico Óleo de palma totalmente hidrogenado e monoestearato de glicerol - (MATOS-JR et al., 2015a)
Proteína hidrolisada de soja Gordura vegetal de semente de algodão (Tri-HS-48) PGPR (SALVIM et al.,2015)
Ácido Gálico Óleo de soja totalmente hidrogenado e óleo de soja PGPR (CONSOLI et al., 2016)
Oleoresina de Gengibre Misturas de ácido graxo palmítico, oleico ou óleo de palma - (ORIANI et al., 2016)
Lactobacillus acidophilus e
bifidobacterium animalis subsp. lactis Gordura vegetal (Tri-HS-48) - (BAMPI et al., 2016)
Vitamina D3 Gordura vegetal (Tri-CS-48) Lecitina ou cera de abelha (PAUCAR et al., 2016)
Licopeno interesterificada de algodão, soja e palma Gordura vegetal hidrogenada e Goma arábica e carboximetilcelulose (CMC) (PELISSARI et al., 2016)
3.4. ANTIOXIDANTES
Os antioxidantes podem ser definidos como substâncias capazes de atrasar o início, ou de minimizar a velocidade de ocorrência do processo oxidativo de materiais autoxidáveis (FENNEMA, DAMODARAN, & PARKIN, 2010).
O processo oxidativo, quando desencadeado, leva a perda de propriedades sensoriais dos alimentos com o desenvolvimento de sabor e odor desagradável. Além da redução das características organolépticas, é possível ocorrer perdas na qualidade nutricional desses alimentos, por meio da degradação de vitaminas lipossolúveis e de AGs essências à saúde humana. Tais fatores levam a geração de compostos poliméricos de elevada toxicidade e a perda da inocuidade desses alimentos (FENNEMA, DAMODARAN, & PARKIN, 2010).
É possível encontrar na literatura muitos compostos com capacidade antioxidante que podem ser de fonte natural ou de origem sintética (FENNEMA, DAMODARAN, & PARKIN, 2010).
Os antioxidantes sintéticos, aprovados para o uso em alimentos, encontram-se o butilhidroxianisol (BHA), o butilhidroxitolueno (BHT), a terc-butil-hidroquinona (TBHQ), o palmitato de ascorbil, o galato de propila (GP) e a etoxiquina (BAILEY, 1996; FENNEMA, DAMODARAN, & PARKIN, 2010). A legislação permite a adição de no máximo 0,01 % para os antioxidantes GP, BHT e BHA em relação ao teor de gordura do alimento. Se for adicionado em combinação, o limite máximo é de 0,02 % em peso, com o teor máximo permitido para cada um de 0,01 % (RIBEIRO & SERAVALLI, 2004).
Contudo, devido aos efeitos deletérios à saúde atribuídos ao uso de antioxidantes sintéticos, estudos indicam que a indústria de alimentos e os consumidores estão buscando o uso de antioxidantes de fontes naturais. Esses compostos devem ser capazes de atuar de forma isolada ou combinada com outros aditivos para previnir os mecanismos oxidativos e consequentemente limitar o uso dos antioxidantes sintéticos (BERTOLIN et al., 2011).
Os antioxidantes naturais comumente utilizados são os tocoferóis, os tocotrienóis, o ácido ascórbico, o ácido cítrico, os carotenóides e os antioxidantes enzimáticos (REISCHE, LILLARD & EITENMILLER, 2002).
3.4.1. Ácido Ascórbico
O AA, ou vitamina C, é considerado um carboidrato por ser sintetizado a partir da D-glicose ou D- galactose. A vitamina C é um termo genérico para todos os compostos que revelam atividade biológica do ácido ascórbico, enquanto seus isômeros: D-isoascórbico, D-ascórbico e L-isoascórbico não apresentam atividades vitamínicas (FORNARO & COICHEV, 1998; RIBEIRO & SERAVALLI, 2004; BLOOMER & FISHER-WELLMAN, 2009).
A vitamina C é um composto oxidativo e de natureza reativa, que apresenta uma alta instabilidade química capaz de produzir a degradação dos sistemas alimentares que a contem, promovendo modificações indesejáveis na cor e no sabor dos alimentos (CHANG et al., 2010). Os alimentos mais ricos nesse composto incluem as frutas cítricas (laranjas, limões, limas, toranjas), mamão, manga, kiwi, morangos, tomates, espinafre, brócolis, pimentão (vermelho, amarelo e laranja), e aspargos (BLOOMER & FISHER-WELLMAN, 2009).
O ácido L-ascórbico é a principal forma biologicamente ativa e, se iniciado o processo de oxidação, exibe atividade biológica reduzida, convertendo-se no ácido L-deidroascórbico, que pode retomar sua atividade após aceitar átomos de hidrogênio. Entretanto, o L-deidroascórbico pode ser decomposto irreversivelmente ao ácido 2,3-diceto-L-gulônico, conduzindo a uma perda total de sua atividade. Outra implicação desse processo de decomposição é a redução do ácido 2,3-diceto-L-gulônico em ácido oxálico e ácidos L-treônicos e posteriormente em pigmentos escuros (REKHA et al., 2012; RIBEIRO & SERAVALLI, 2004). O mecanismo de oxidação do AA está ilustrado na Figura 3.6.
Figura 3.6. Representação da reação de oxidação do ácido L-ascórbico. (RIBEIRO & SERAVALLI, 2004).
Os fatores que podem influenciar na oxidação do ácido L- ascórbico incluem os íons metálicos, como Cu2+ e Fe3+,oxigênio, umidade, calor, luminosidade, pressão ou condições levemente
alcalinas (pH>6,0) (REKHA et al., 2012; RIBEIRO & SERAVALLI, 2004). Essa facilidade de oxidação do AA é devida à presença do grupo fortemente redutor, a redutona (RIBEIRO & SERAVALLI, 2004).
Além de sua função como nutriente essencial, o AA é frequentemente utilizado pela indústria alimentícia para a conservação dos alimentos. A elevada demanda de aplicação do AA como
um aditivo alimentar natural está relacionada à sua capacidade de doar átomos de hidrogênio, que por sua vez, protege outras espécies químicas da oxidação, a partir da neutralização de radicais livres (ABBAS et al., 2012; RIBEIRO & SERAVALLI, 2004).
Por ser um produto de fonte natural o AA é um antioxidante muito seguro, não apresenta limitação na quantidade aplicada e é capaz de inibir o escurecimento enzimático de frutas, hortaliças e sucos (ABBAS et al., 2012; COMUNIAN et al., 2013, FONTES et al., 2009). Embora, o AA seja um composto extremamente solúvel em água (0,33 g/ml) e insolúvel em óleos, se ele for disperso em matrizes lipídicas, pode prover funcionalidades antioxidativas a esses sistemas (GREGORY, 2010).
O uso do processo de microencapsulação do AA pode minimizar algumas limitações de aplicação e uso desse aditivo em alimentos, tais quais: a baixa estabilidade física e a degradação durante o processamento; o elevado sabor ácido, que pode não ser atrativo sensorialmente; e a interação com outros componentes do alimento acarretando na redução da qualidade final do produto (COMUNIAN et al., 2013; MATOS-JR et al., 2015a).
É possível encontrar na literatura diferentes métodos e matérias primas utilizados para a encapsulação do AA. Matos-Jr et al. (2017) microencapsularam AA por spray chilling utilizando gordura interesterificada de óleo de palma totalmente hidrogenado e óleo de palmiste. Sartori et al. (2015) estudaram o uso de spray chilling para sintetizar micropartículas lipídicas sólidas, formadas pelos ácidos graxos láurico e oleico, contendo ácido ascórbico. Comunian et al. (2014) produziram MPLs sólidas com gordura de palma carregadas com AA utilizando a tecnologia de microfluídica. Comunian
et al. (2013) realizaram a microencapsulação de AA por coacervação, utilizando gelatina e goma
arábica como agentes de encapsulação. Farhang, Kakuda e Corredig (2012) estudaram a estabilidade de AA encapsulado em lipossomas de fosfolipídios de leite, armazenados a 4 °C a dois valores de pH (pH 3 e pH 7). Em Chang et al. (2010), o AA foi encapsulado por matriz de maltodextrina equivalente por extrusão. Pereira et al. (2009) avaliaram o uso de isolados proteicos de ervilha (Pisum sativum) e feijão-caupi (Vigna unguiculata) na microencapsulação do AA por Spray Dryer.
4. MATERIAL E MÉTODOS 4.1. MATERIAL
Os materiais lipídios utilizados para a produção das MPLs foram o PA refinado fornecido pela Agropalma (Limeira, SP, Brasil) e o PATH fornecido pela BRF (Jundiaí, SP, Brasil). O ácido ascórbico foi obtido da Sigma-Aldrich (São Paulo, SP, Brasil).
Foram utilizados os seguintes materiais: o surfactante Polissorbato 80 (Tween 80) adquirido pela empresa Dinâmica (Diadema, São Paulo, Brasil), clorofórmio fornecido pela Synth (Diadema, São Paulo, Brasil), metanol obtido J.T. Baker (Aparecida de Goiânia, GO, Brasil) e filtro de papel número 1 (Whatman, Buckinghamshire, UK).
4.2. PREPARAÇÃO DAS AMOSTRAS PARA A ATOMIZAÇÃO
O presente estudo foi baseado na realização de ensaios contendo 5 formulações, que são diferenciadas pelas proporções de PATH e PA utilizadas nas misturas lipídicas para a composição do material de parede, conforme apresentado na Tabela 4.1. A razão entre o MP e o MR foi fixada em 80:20, respectivamente.
O AA foi moído em pilão de porcelana e peneirado (mesh 0,125 mm) para reduzir o seu tamanho e facilitar sua incorporação na mistura lipídica. Os cristais mais finos (D[43]= 84,63 ± 1,20 µm)
foram então, reservados para serem adicionados à mistura lipídica do material de parede no momento da atomização.
Para cada ensaio de produção de partículas, foram atomizados 50 g de mistura lipídica contendo PATH, PA e AA. Primeiramente, o PATH e o PA foram pesados de acordo com as proporções da Tabela 4.1. Em seguida, os mesmos foram previamente aquecidos até 80 °C utilizando-se um béquer encamisado conectado a um banho térmico. Posteriormente o AA foi adicionado à mistura lipídica por dispersão e sua homogeneização ocorreu por meio de um agitador mecânico até o final do processo.
Para a produção de MPLs sem ativo, consideradas neste estudo como “padrão”, seguiram o mesmo protocolo e condições de processamento das MPLs com AA.
Tabela 4.1. Descrição das formulações utilizadas na produção de micropartículas lipídicas.
Formulação F1 F2 F3 F4 F5
PATH:PA 100:0 90:10 80:20 90:10 60:40
MP:MR 80:20 80:20 80:20 80:20 80:20
PATH=óleo totalmente hidrogenado de palma, PA= óleo de palma, MP= material de parede, MR= material de recheio.
4.3. PROCESSO DE OBTENÇÃO DAS MPLs POR SPRAY CHILLING
O equipamento utilizado na produção das MPLs com e sem AA foi um Mini Spray Dryer (marca Büchi, modelo B-290, Flawil, Suíça), que foi adaptado para sua utilização como Spray chilling (Figura 4.1).
Figura 4.1. (a) Mini Spray Dryer B-290 Büchi. (b) Desumidificador Büchi-B296.
A alimentação da mistura até o bico atomizador (modelo duplo-fluido com 2,0 mm de diâmetro) foi feita por uma bomba peristáltica com vazão de 0,60 kg/h, o bico foi mantido aquecido a 80 °C para que não ocorresse a solidificação da mistura. A vazão do ar de atomização e ar de resfriamento foi de 831 L/h e 35.000 L/h, respectivamente, e a temperatura da câmara variou de 6 a 7 °C para as MPLs sem AA e de 3,5 a 4 °C para as MPLs com AA. No final do processo, as amostras produzidas foram recolhidas no pote coletor, câmara de resfriamento e ciclone e foram armazenadas em recipientes fechados e mantidas a 5 °C até a realização das análises.
Os ensaios foram conduzidos em duplicata e o rendimento do global do processo, que leva em consideração as partículas coletadas na câmara, ciclone e pote coletor, e o rendimento obtido somente no pote coletor foram calculados de acordo com a Equação 1 e 2, respectivamente.
(1) (2)
4.4. MÉTODOS ANALÍTICOS
4.4.1. Composição em Ácidos Graxos
A composição em AG do PA e PATH foi obtida por cromatografia em fase gasosa, de acordo com o método da AOCS Ce 2-66 (AOCS, 2004) utilizando o cromatógrafo Agilent 6850 Series II
single channel GC, Santa Clara, EUA, após a esterificação segundo Hartman e Lago (1973). A coluna
capilar utilizada foi a DB-23 AGILENT (50 % cianopropil–metilpolisiloxano, d.i=60 m x 0,25 mm e 0,25 µm de espessura de filme), condições de análise: fluxo de 1,0 mL/min; velocidade linear de 24 cm/s; temperatura do detector de 280 ˚C; temperatura do injetor de 250 ˚C; programação da temperatura do forno: 110 ˚C por 5 min, 110–215˚C (5 ˚C/min), 215 ˚C–24 min; Gás de arraste: hélio; Volume injetado: 1,0 μL, split 1:50. A composição qualitativa foi determinada por comparação dos tempos de retenção dos picos com os dos respectivos padrões para AGs e a quantificação foi determinada por normalização da área dos picos. As análises foram conduzidas em duplicata.
4.4.2. Composição em Triacilgliceróis
Essa análise foi realizada no PA e PATH, em cromatógrafo gasoso capilar Agilent 6850
Series II single channel GC, Santa Clara, EUA. Com uma coluna capilar DB-17HT Agilent Catalog
122-1811 (50%-fenilmetilpolisiloxano), d.i.=15 m x 0,25 mm e 0,15 μm de filme. Condições de análise: injeção split, razão de 1:100; temperatura da coluna: 250 ˚C, programada até 340 ˚C à razão de 5 ˚C/min; gás de arraste: hélio, em vazão de 1,0 mL/min; temperatura do injetor: 375 ˚C; temperatura do detector: 375 ˚C; volume injetado: 1,0 L; concentração da amostra: 100 mg/5 mL de tetrahidrofurano. A identificação dos grupos de TAGs foi realizada por comparação dos tempos de retenção, segundo os procedimentos de Antoniosi Filho, Mendes & Lanças (1995). As análises foram conduzidas em duplicata.
4.4.3. Comportamento Térmico do MP e das MPLs com e sem Ativo
As análises térmicas foram realizadas por calorimetria diferencial de varredura (DSC), conforme o método descrito pela AOCS Cj 1-94 (AOCS, 2004). Para essas análises foi utilizado um calorímetro modelo 2920 Modulated DSC, marca TA Instruments (New Castle, Delaware, EUA). Para cada análise, foram pesados cerca de 5 mg de amostra em cápsulas herméticas de alumínio. O PA, o PATH e as MPLs sem ativo foram submetidos ao seguinte programa de temperatura: temperatura ambiente equilibrada a 80 °C e mantida por 10 minutos, resfriada a -70 °C a uma taxa de 5 °C/min, mantida 30 minutos e aquecida a 80 °C a uma taxa de 5 °C/min. Enquanto as MPLs com o ativo foram submetidas ao seguinte programa de temperatura para detecção do pico do AA: temperatura ambiente
equilibrada a 80 °C e mantida por 5 minutos, resfriada a -70 °C a uma taxa de 5 °C/min, mantida 30 minutos e aquecida a 250 °C a uma taxa de 5 °C/min mantida 5 minutos. O software do equipamento foi utilizado para a obtenção das curvas térmicas e para definir os parâmetros de cristalização e fusão. As análises foram conduzidas em duplicata.
4.4.4. Distribuição de Tamanho e Diâmetro Médio das MPLs
A distribuição do tamanho das MPLs com e sem ativo foi determinada por difração a laser utilizando o equipamento Mastersizer S (Malvern Instruments, Malvern, UK) através do acessório
Scirocco de dispersão em ar comprimido. A distribuição do tamanho das partículas foi monitorada
durante cada uma das medições, até que as leituras sucessivas tornassem constantes (CONSOLI et
al., 2016). O diâmetro médio foi determinado com base na relação área superficial/volume, através do
parâmetro D[43] (Equação 3). Onde di é o diâmetro das partículas e n é o número de partículas. A
distribuição do tamanho foi identificada através dos parâmetros: d (0,1), d (0,5) e d (0,9), que representam o diâmetro da distribuição acumulada de 10%, 50% e 90% das partículas totais. O valor
Span (índice de polidispersidade), que dá a largura da distribuição de tamanho, foi calculado a partir da
Equação (4) (JINAPONG, SUPHANTHARIKA, & JAMNONG, 2008). Cada amostra foi analisada em triplicata.
(3)
(4)
4.4.5. Morfologia de Superfície por Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV)
Para análise da morfologia das micropartículas com e sem AA foi utilizado um microscópio eletrônico de varredura com detector de energia dispersiva de raios-X, SEM: Leo 440i, EDS 6070, SEM/EDS: LEO Microscopia Eletrônica/Oxford (Cambridge, Inglaterra). As análises foram realizadas com voltagem de aceleração de 10 kV e uma corrente de feixe de 50 pA. Foram utilizadas as imagens com ampliação de 500x e 5000x. Foram realizadas micrografias de cada duplicata.
Antes da obtenção das imagens, foi necessário recobrir as amostras com uma camada de ouro, por não serem elas compostas por materiais metálicos. O equipamento utilizado foi um metalizador Sputter Coater POLARON (marca VG Microtech, modelo SC7620, Uckfield, Inglaterra).
