As prolaminas (gluteninas e gliadinas) são da maior importância devido ao seu envolvimento na formação do glúten, embora do ponto de vista biológico não se lhes reconheça outra função sem ser a de proteínas de reserva (Shewry e Tatham, 1990), disponibilizando o azoto, carbono e enxofre necessários ao desenvolvimento da semente quando ocorre a germinação do embrião.
3.1.1.1.1 - Definição e Classificação das Prolaminas
As gluteninas são proteínas poliméricas constituídas pela agregação de várias cadeias polipeptídicas unidas entre si por pontes bissulfeto. Quando tratadas com agentes redutores, quebram-se estas ligações e separam-se em dois grandes grupos de acordo com a sua mobilidade em géis SDS-PAGE: subunidades de alta massa molecular
– HMW-GS ou grupo A (massa molecular aparente de 80-120 kDa) e subunidades de baixa massa molecular – LMW-GS (Payne e Corfield, 1979). Estas últimas ainda se subdividem em três grupos de acordo com a mobilidade nos mesmos géis: B (42-51 kDa), C (30-40 kDa) e D cujas proteínas são das mais ácidas do endosperma e possuem menor mobilidade que as anteriores (Payne e Corfield, 1979; Jackson et al., 1983;
Payne et al., 1985).
As gluteninas LMW-GS apesar de serem três vezes mais abundantes que as HMW-GS têm recebido muito menor atenção, devido à sua complexidade, heterogeneidade, sobreposição com outros polipéptidos na análise por SDS-PAGE e dificuldade em encontrar uma nomenclatura consensual. Os problemas associados à sua separação foram minimizados com a utilização da extracção de Singh et al. (1991), que
permitiu uma separação mais eficaz entre estas subunidades e as gliadinas. Outras técnicas têm nos últimos tempos complementado a sua caracterização, nomeadamente RP-HPLC, os estudos proteómicos e a análise das sequências dos genes que as codificam.
As gliadinas, são proteínas monoméricas (massa molecular aparente de 30-75 kDa) (Gianibelli et al., 2001), que devido ao seu elevado polimorfismo são
frequentemente utilizadas para identificação varietal. São classificadas de acordo com a sua mobilidade em géis A-PAGE: α (>68,6), β (53,2-68,6), γ (40,4-53,2) e ω (<40,4) (Sarpisten e Bushuk 1985). Estudos genéticos e químicos (Bietz et al., 1977; Payne et al., 1982a; Kasarda et al., 1983) sugeriram que as gliadinas α e β fossem reagrupadas
no mesmo grupo.
A classificação das prolaminas foi redefinida com base nas suas relações estruturais e evolutivas, considerando-se actualmente três grandes grupos (Shewry et al., 1986; Shewry e Halford, 2002): prolaminas de alta massa molecular (HMW), ricas
Tabela 1: Sumário das várias prolaminas e suas características (Shewry e Halford, 2002).
Prolaminas M (KDa) Est. Agregação Composição em aminoácidos (% mol) HMW 65-90 (6-10 %) Poliméricas HMW-GS 30-35 % Gln, 10-16 % Pro, 15-20 % Gli, 0,5-1,5 % Cis, 0,7-1,4 % Lis Ricas em enxofre 30-45 (70-80 %) α Monoméricas γ Monoméricas LMW-GS B e C Poliméricas 30-40 % Gln, 15-20 % Pro, 2-3 % Cis, < 1 % Lis Pobres em enxofre 30-75 (10-20 %) ω Monoméricas LMW-GS D Poliméricas 40-50 % Gln, 20-30 % Pro, 8-9 % Fen, 0-0,5 % Lis, 0-0,5 % Cis a a
– Cis está presente nas LMW-GS D mas não nas gliadinas ω
Gln- glutamina, Pro- prolina, Gli- glicina, Cis - cisteína, Lis- lisina, Fen- fenilanina
3.1.1.1.2 - Sequência e Estrutura das Prolaminas
As subunidades de gluteninas HMW-GS são em termos quantitativos componentes minoritários, embora sejam factores determinantes da elasticidade do glúten (Tatham et al., 1985) por promoverem a formação de grandes polímeros de
gluteninas.
Estas subunidades podem ser de dois tipos (x e y), que diferem na sua estrutura. Normalmente as subunidades do tipo x têm maior massa molecular que as do tipo y, e consequentemente menor mobilidade electroforética em géis SDS-PAGE.
Na sua estrutura primária distinguem-se três domínios: um domínio N-terminal não repetitivo (81-104 resíduos), um longo domínio central repetitivo (481-872 resíduos) e um domínio C-terminal não repetitivo (42 resíduos) (Shewry et al., 2006). A
variação no comprimento das subunidades de gluteninas HMW-GS é fundamentalmente devida à variação no comprimento do domínio central repetitivo (Shewry et al., 1989,
A composição destes domínios em aminoácidos, é indicadora da natureza hidrofílica do domínio central e hidrofóbica dos domínios N- e C-terminal (Shewry et al., 1989). É nos domínios terminais que se encontram a maior parte dos resíduos de
cisteína, cujo número e localização são da maior importância devido ao seu envolvimento nas ligações bissulfeto. Estes resíduos afectam a funcionalidade destas proteínas. O domínio N-terminal pode conter um resíduo (1Bx14 e 1Bx20) (Shewry et al., 2003a; Li et al., 2004), três resíduos (maioria das HMW-GS x) ou cinco resíduos de
cisteína (todas as HMW-GS y) (Shewry et al., 1989, 1992, 2006). Adicionalmente existe
mais um resíduo de cisteína no domínio C-terminal de todas as HMW-GS e outro no domínio central das subunidades y, que normalmente não está presente nas subunidades x (exceptuando a subunidade 1Dx5) (Figura 4).
Figura 4: Estrutura das gluteninas HMW-GS do tipo x e y (adaptado de Shewry et al., 2006).
Nos últimos anos os estudos moleculares e biofísicos têm tentado desvendar a estrutura detalhada destas proteínas. É aceite que os domínios N- e C-terminais têm essencialmente uma estrutura globular, rica em hélices-α (Tatham et al., 1984, 1985), semelhante a outros membros da família das prolaminas (Shewry e Halford, 2002). Relativamente ao domínio central, ainda não se conhece a sua estrutura detalhada. Alguns estudos (Tatham et al., 1985; Miles et al., 1991) apontam para uma estrutura
dominante dos domínios repetitivos em dobras-β, organizados numa conformação de espiral livre (β-espiral). Embora este modelo seja o mais frequentemente citado, ainda
não foi fisicamente comprovado (Shewry et al., 2006), pelo que existem outros estudos
(Kasarda et al., 1994; Arkin et al., 2001) que defendem estruturas alternativas.
A sequenciação dos aminoácidos do domínio N-terminal das subunidades
LMW-GS permitiu fazer uma classificação com base na similaridade das suas
sequências. As subunidades LMW-GS B são maioritariamente do tipo m-LMW, s-LMW e i-LMW de acordo com o primeiro aminoácido da sequência, respectivamente metionina, serina e isoleucina (Tao e Kasarda, 1989; Masci et al., 1995; Cloutier et al.,
2001; D’Ovídio e Masci, 2004). Estes três tipos de LMW-GS (m-, s-, i-) possuem oito resíduos de cisteína, estando seis envolvidos em ligações bissulfeto intramoleculares e dois em ligações intermoleculares. São assim consideradas como prolongamentos dos polímeros em crescimento (Kasarda, 1989). A posição dos dois resíduos que se pensa estarem envolvidos nas ligações intermoleculares é variável, o que poderá afectar a funcionalidade dos vários tipos de subunidades (Shewry e Tatham, 1997; D’Ovídio e Masci, 2004).
Foram ainda encontrados mais três tipos de LMW-GS, semelhantes às α-, γ- e ω- gliadinas respectivamente. Os dois primeiros (α-, γ-) são mais abundantes entre as subunidades LMW-GS C (Tao e Kasarda, 1989; Masci et al., 2002), enquanto as
subunidades LMW-GS D são semelhantes às ω-gliadinas (Masci et al., 1993; Branlard
et al., 1994; Nieto-Taladriz et al., 1998). Os três tipos de LMW-GS (α-, γ-, ω-) possuem
um número impar de resíduos de cisteína, pelo que apenas um resíduo está disponível para a ligação aos polímeros. Estas subunidades têm assim a capacidade de interromper o crescimento dos polímeros (Kasarda, 1989; Masci et al., 1993, 1999).
A maior parte das LMW-GS possuem uma estrutura organizada em três domínios (Cassidy et al., 1998; Ikeda et al., 2002), mas em que os domínios N-terminal
e repetitivo são mais curtos que os das HMW-GS. Todas as LMW-GS excepto as D, apresentam uma estrutura semelhante às gliadinas ricas em enxofre (α-, β- e γ-) (Tatham
et al., 1987; D’Ovídio et al., 1995). As LMW-GS D possuem uma estrutura semelhante
Figura 5: Estrutura das α-/β-, γ-, ω-gliadinas (adaptado de Gianibelli et al., 2001).
Do ponto de vista estrutural as α-, β- e γ- gliadinas são bastante semelhantes (Figura 5). Possuem um curto domínio N-terminal (5 a 14 resíduos), um domínio repetitivo central (mais de 100 resíduos) e um domínio C-terminal não repetitivo (Thompson et al., 1994; Muller e Wieser, 1997; Gianibelli et al., 2001). As α-, β-
gliadinas possuem seis resíduos de cisteína, enquanto as γ-gliadinas possuem oito resíduos no domínio C-terminal. Estes resíduos formam ligações bissulfeto intramoleculares que estabilizam a estrutura das proteínas. Nas α-, β-, γ- gliadinas o domínio repetitivo é rico em dobras-β, enquanto o domínio C-terminal não repetitivo é rico em hélices-α e folhas-β (Tatham et al., 1990; Wieser, 2007).
As ω-gliadinas possuem os domínios N- e C-terminal muito curtos (10-11 resíduos) e uma região repetitiva que representa cerca de 90-96% da proteína. Não possuem resíduos de cisteína pelo que não formam ligações bissulfeto intramoleculares,
o que lhes confere uma estrutura pouco compacta (Hsia e Anderson, 2001; Gianibelli et al., 2001). Na sua estrutura secundária predominam as dobras-β (Tatham e Shewry,
1985).
3.1.1.1.3 - Controlo Genético das Prolaminas
O teor proteico é um carácter complexo, muito sensível às condições ambientais, controlado por muitos genes (poligénico) sem o efeito de genes “maiores” localizados em pelo menos uma dezena de cromossomas (Prasad et al., 2003; Groos et al., 2003).
Já no controlo genético da composição de prolaminas do trigo mole, estão implicados apenas 9 loci principais, com alelos codominantes e uma enorme variação alélica. Para além destes, identificaram-se alguns loci menores que também codificam prolaminas (Figura 6).
1A
Glu-A1 Gli-A3 Gli-A4 Glu-A3 Gli-A1 Gli-A5 Gli-A6
1B
Glu-B1 Gli-B3 Glu-B3 Gli-B1 Gli-B5
1D
Glu-D1 Gli-D4 Glu-D3 Gli-D1 Gli-D5
6A
Gli-A26B
Gli-B2 Gli-D26D
Braço Longo Braço Curto
Figura 6: Localização cromossómica dos loci que codificam as prolaminas do trigo mole
As subunidades HMW-GS estão controladas pelos loci complexos Glu-1
localizados nos braços longos dos cromossomas do grupo 1 de homeologia (Glu-A1, Glu-B1 e Glu-D1) (Lawrence e Shepherd, 1981; Singh e Shepherd, 1988b; Shewry et al., 1992) a cerca de 9 cM do centrómero (Payne et al., 1982b).
Cada um dos loci possui dois genes intimamente ligados que codificam uma subunidade do tipo x e outra do tipo y (Payne et al., 1981a; Shewry et al., 1992). A
comparação destas regiões nos genomas A, B e D mostrou que a ordem e a orientação dos dois genes foi conservada, enquanto as regiões intergénicas divergiram (Anderson
et al., 2002; Kong et al., 2004). Alguns destes genes podem estar silenciados pelo que
uma cultivar possui normalmente entre 3 e 5 subunidades HMW-GS. A subunidade 1Ay normalmente não está presente no trigo mole, apenas se identificaram umas cultivares suecas com esta subunidade (Johanssen et al., 1993; Margiotta et al., 1996). Contudo
está presente nos trigos diploides de composição genómica AA T. monococcum ssp. monococcum e ssp. boeoticum, T.urartu (Waynes e Payne, 1987), e, no trigo tetraploide
selvagem de composição genómica AABB T. turgidum ssp. dicoccoides (Levy et al.,
1988).
A primeira descrição alélica destas subunidades foi realizada por Payne e Lawrence (1983) que identificaram na análise de 300 cultivares, 3 alelos para o Glu-A1,
11 alelos para o Glu-B1 e 6 alelos para o Glu-D1 (Figura A1 do Anexo A). Esta
nomenclatura ainda hoje é usada embora complementada com os alelos que foram posteriormente descobertos. A maior parte destes alelos apresenta diferentes mobilidades nos géis SDS-PAGE, mas nalguns casos as subunidades apenas diferem no número de resíduos de cisteína ou no nível de expressão, só sendo detectadas estas diferenças por cromatografia RP-HPLC (Marchylo et al., 1992; Margiotta et al., 1993).
A sobreexpressão da subunidade 1Bx7 tem sido encontrada em algumas variedades (Glenlea, Robin, Red River 68, TAA 36). Várias causas têm sido apontadas para esta sobreexpressão, nomeadamente a duplicação do gene (D’Ovídio et al., 1997) e
As subunidades LMW-GS estão controladas pelos loci complexos Glu-3,
formados por vários genes intimamente ligados, localizados nos braços curtos dos cromossomas do grupo 1 de homeologia (Glu-A3, Glu-B3 e Glu-D3) (Jackson et al.,
1983). Huang e Cloutier (2008) sugeriram que o locus Glu-D3 era maior que os loci Glu-A3 e Glu-B3 e estimaram a distância física entre dois genes LMW-GS adjacentes
em cerca de 81 kb.
No entanto, foram encontrados outros loci menores que codificam algumas LMW-GS. No braço curto do cromossoma 1B foram mapeados em trigo duro dois loci menores, a cerca de 20 % de recombinação do Glu-B3 – o Glu-B2 (Ruiz e Carrillo,
1993; Liu e Shepherd, 1995) e de 3 % - o Glu-B4 (Liu e Shepherd, 1995). Nos
cromossomas 1D e 7D foram identificados em trigo mole (Sreeramulu e Singh, 1997) mais dois loci, o Glu-D4 e o Glu-D5, respectivamente. Também foram encontradas
algumas LMW-GS controladas por loci situados nos braços curtos dos cromossomas do grupo de homeologia 6 (Metakovsky et al., 1997c; Masci et al., 2002).
A primeira descrição alélica destas subunidades foi realizada por Gupta e Shepherd (1990), tendo sido posteriormente relacionada com a variabilidade alélica das gliadinas codificadas pelos loci Gli-1 por Jackson et al. (1996). Estes autores
identificaram inicialmente 6 loci para o Glu-A3, 9 para o Glu-B3 e 5 para o Glu-D3
(Figura A2 do Anexo A).
Os genes que codificam as gliadinas estão localizados nos braços curtos dos cromossomas do grupo 1 (Gli-1) e do grupo 6 (Gli-2), respectivamente a cerca de 40,4
% e de 35,5 % de recombinação do centrómero (Sozinov e Poperelya, 1980; Singh e Shepherd, 1988a; Payne, 1987). Os loci Gli-1 codificam todas as ω-gliadinas, grande
parte das γ-gliadinas e algumas β-gliadinas, enquanto o Gli-2 codifica todas as α- gliadinas, a maior parte das β-gliadinas e algumas γ-gliadinas. Estes loci complexos são constituídos por vários genes (entre 9 e 15 genes) intimamente ligados, pelo que se diz que as gliadinas são herdadas em blocos (Sozinov e Poperelya, 1980). Os loci Gli-1
et al., 1984b), tendo-se encontrado uma percentagem de recombinação entre ambos de
cerca de 2% (Singh e Shepherd, 1988a).
Para além destes loci maiores, têm sido identificados outros loci menores que também controlam gliadinas. Os loci Gli-3 localizam-se nos braços curtos dos
cromossomas 1A e 1B entre o centrómero e os loci Gli-1, a cerca de 20 % de
recombinação do Gli-1 e codificam algumas ω-, γ-gliadinas (Metakovsky et al., 1986;
Nieto-Taladriz e Carrillo, 1996). Os loci Gli-4 localizam-se nos braços curtos dos
cromossomas 1A e 1D entre o centrómero e os loci Gli-1, a cerca de 10 % de
recombinação do Gli-1 e codificam algumas ω-, γ-gliadinas (Radaelli et al., 1992;
Rodríguez-Quijano e Carrillo, 1996a; Gómez, 1999). Os loci Gli-5 localizam-se na zona
distal dos braços curtos dos cromossomas 1A, 1B e 1D, a cerca de 2 % de recombinação do Gli-1 e codificam algumas ω-gliadinas (Pogna et al., 1993; Rodríguez-Quijano e
Carrillo, 1996a). Metakovsky et al. (1996) identificaram o locus Gli-A6 na zona distal
do braço curto do cromossoma 1A, a cerca de 2-5 % de recombinação do Gli-1 e
codifica algumas ω-gliadinas.
Metakovsky (1991) desenvolveu uma descrição alélica para as gliadinas constituída por 111 alelos (Figura A3 do Anexo A). Esta nomenclatura tem sido actualizada com novos alelos (Metakovsky et al., 1994, 2000).
3.1.1.1.4 - Interacções Moleculares e Propriedades Funcionais das Prolaminas
As interacções moleculares condicionam as propriedades funcionais das proteínas do glúten. Assim as gluteninas são os principais responsáveis pela elasticidade e força da massa, enquanto as gliadinas conferem viscosidade (Shewry et al., 2006).
As gluteninas estão presentes no grão (e posteriormente no glúten) em polímeros de maior ou menor dimensão, estabilizados por diferentes tipos de ligações. A constituição dos polímeros deve-se fundamentalmente à formação de pontes
bissulfeto (intra- e intermoleculares) entre os resíduos de cisteína, que paralelamente estabilizam a conformação das subunidades. Mas para além destas, existem outras forças agregativas (Belton, 1999): as ligações de hidrogénio, as interacções hidrofóbicas, as interacções iónicas e os “cross links” envolvendo ditirosina.
As ligações de hidrogénio são interacções mais fracas do que as ligações covalentes, mas tornam-se importantes pela sua abundância, principalmente entre os resíduos de glutamina, contribuindo muito significativamente para estabilizar os polímeros e conferir elasticidade (Belton, 1999).
O efeito das interacções hidrofóbicas é muito menor que o anterior e resulta da interacção entre os grupos não polares na presença da água. A sua energia aumenta com o aumento da temperatura, o que pode contribuir para uma estabilização adicional durante o desenvolvimento da massa (Wrigley et al., 2006).
As interacções iónicas também têm alguma importância, embora as proteínas do glúten tenham uma composição em aminoácidos indicadora de um baixo número de cadeias laterais ionizáveis(Wieser et al., 2006).
A possível contribuição dos “cross links” de tirosina para a estrutura do glúten foi proposta por Tilley et al. (2001), mas outros estudos comprovaram que têm uma
importância residual (Peña et al., 2006).
A forma como as subunidades de gluteninas se organizam nestes polímeros ainda não está totalmente esclarecida mas pensa-se que as subunidades HMW-GS formam a coluna vertebral, à qual se unem ramificações baseadas em uma ou mais gluteninas LMW-GS (Graveland et al., 1985; Lindsay e Skerrit, 1998). Não se sabe se
estas últimas proteínas são incorporadas aleatoriamente ou estão sujeitas a alguns constrangimentos devido à sua estrutura, tempo de síntese ou envolvimento de enzimas específicas (D’Ovídio e Masci, 2004).
As gliadinas representam aproximadamente 50 % das proteínas do glúten. Ao serem proteínas monoméricas estabilizam-se fundamentalmente por interacções hidrofóbicas, de hidrogénio e ligações bissulfeto intramoleculares (α-, β-, γ-gliadinas).
3.1.1.1.5 - Relação das Prolaminas com a Qualidade
As propriedades viscoelásticas das massas são determinadas pelo teor proteico total, percentagem dos diferentes tipos de proteínas (poliméricas/monoméricas, HMW- GS/LMW-GS) e pelas características das subunidades de gluteninas individuais.
Tabela 2: Sistemas de pontuação de qualidade das HMW-GS (Carrillo et al., 2006).
HMW-GS Payne Pogna e Mellini Branlard
Glu-A1 1 3 3 15 2* 3 5 30 Nulo 1 2 0 Glu-B1 7 1 2 8 7+8 3 4 18 7+9 2 5 20 6+8 1 1 2 20 1 1 2 13+16 3 6 32 17+18 3 6 18 Glu-D1 2+12 2 2 7 3+12 2 2 9 4+12 1 1 5 5+10 4 6 30
Os estudos desenvolvidos por Payne et al. (1979, 1981b) foram pioneiros ao
estabelecer pela primeira vez relação entre a presença ou ausência de determinadas subunidades HMW-GS e a força do glúten estimada pelo teste de sedimentação SDS. A variação alélica destas subunidades é a principal responsável pelas diferenças encontradas ao nível da força e elasticidade da massa (Kasarda, 1989). Baseando-se nas diferenças encontradas na qualidade de um elevado número de cultivares, estes autores propuseram um sistema de pontuação para as subunidades HMW-GS (Payne et al.,
1987). Este sistema permite obter uma pontuação para uma dada variedade a partir da soma das contribuições individuais dos vários loci Glu-1 (Tabela 2).
Novos sistemas de pontuação foram posteriormente propostos por outros autores (Pogna e Mellini, 1986; Branlard et al., 1992) (Tabela 2), e, embora a informação que
nos forneçam seja útil, nem sempre são uma estimativa fiável da qualidade de uma variedade, pois não têm em linha de conta os restantes componentes (subunidades LMW-GS, gliadinas), os efeitos interactivos entre os diferentes loci e os “stresses” abióticos (Gupta et al., 1994; Nieto-Taladriz et al., 1994; Gianibelli et al., 2001).
As diferenças ao nível da força, encontradas nas variantes alélicas HMW-GS, estão relacionadas com o tamanho molecular e a distribuição dos tamanhos dos polímeros de gluteninas (Gupta e MacRitchie, 1994). A quantidade e composição destas subunidades são os principais determinantes da viscoelasticidade do glúten, pois têm a capacidade de condicionar o tamanho dos polímeros e as suas propriedades agregativas (Popineau et al., 1994; Gupta et al., 1995).
Assim, quer o número de subunidades do alelo (HMW 1Ax1 e 1Ax2* vs nulo)
(Halford et al., 1992), quer o diferente nível de expressão de uma determinada
subunidade (HMW 1Bx7 vs 1Bx7OE) (Marchylo et al., 1992; Lukow et al., 1992;
D’Ovidio et al., 1997; Butow et al., 2003), quer o número e posição dos resíduos de
cisteína que intervêm nas ligações intermoleculares (HMW 1Dx5 vs 1Dx2 e 1Bx17 vs
1Bx20) (Lafiandra et al., 1993; Shewry et al., 2003b) são críticos e afectam a
Aceita-se unanimemente que a composição alélica no locus Glu-D1 tem
normalmente o maior efeito na força da massa, com uma supremacia das subunidades HMW 5+10 frente às subunidades dos restantes alelos, devido ao facto da subunidade 1Dx5 possuir um resíduo de cisteína suplementar. No Glu-A1 a presença de subunidades
tem um efeito positivo no teor proteico e na força relativamente ao alelo nulo. No Glu- B1 de uma forma geral as subunidades 7+8, 7+9, 13+16 e 17+18 estão associadas a uma
maior qualidade que as subunidades 6+8, 7 e 20x+20y.
Embora as HMW-GS sejam as principais responsáveis pela variação das características de qualidade da massa, as LMW-GS também têm um papel importante e devem ser consideradas conjuntamente com as primeiras (Gupta et al., 1994).
Do ponto de vista estrutural as LMW-GS também têm influência na polimerização. O número de resíduos de cisteína disponíveis para as ligações bissulfeto intermoleculares, condiciona a sua função na construção do polímero. A maioria das LMW-GS B tem a capacidade de prolongar os polímeros, o que não acontece com grande parte das LMW-GS C e D que interrompem o seu crescimento. O comprimento do domínio central repetitivo também poderá influenciar a acessibilidade dos resíduos de cisteína envolvidos nas ligações bissulfeto intermoleculares (D’Ovídio e Masci, 2004).
Muitos trabalhos têm sido desenvolvidos para avaliar a influência dos diferentes alelos de LMW-GS nos vários parâmetros de qualidade, usando os mais variados tipos de materiais: grupos de variedades e colecções (Gupta et al., 1991; Branlard et al.,
2001), populações segregantes (Flaete e Uhlen, 2003), linhas recombinantes (Gupta et al., 1994, Luo et al., 2001), isogénicas (Vawser et al., 2002), duplo-haplóides (Cornish et al., 2001), de substituição, etc. Nas Tabelas 3 e 4 resumem-se alguns dos resultados
obtidos que mostram a influência dos alelos Glu-1 e Glu-3 na força e na extensibilidade.
Alguns alelos apresentam diferenças na quantidade total de LMW-GS, que estão associadas a diferenças na qualidade (Benedetti et al., 1992). Também foram detectadas
Tabela 3: Comparação da influência dos alelos Glu-1 e Glu-3 na força em trigo mole (Cornish
et al., 2006).
Glu-A1 Glu-B1 Glu-D1 Glu-A3 Glu-B3 Glu-D3
Gupta
1991 a=b>c b=c>i=h=a>d>>e d>>a b>d=e>c b=i>>g=h>>c a=b>>c Gupta
1994 i>e d>a c>e b>c
Branlard
2001 a=b>c i≥f≥c=b≥a=d d>a=b≥c a=d=f≥e b’≥d=c=c’=b=g>i>f≥j a≥b=d=c
Vawser
2002 a>p>b>c i>c>b=u>d>a d>a=b>f d>b>c>f>a>e b=d=g=m>h>a>c d=f>e>a=c Cornish
2001 a>b i>>e d>>a b>e d>c a>c
Luo
2001 a≥b>c d>a d>c>e b>Sec12=Sec13 b>a
Eagles
2004 b>a>c al>f≥b=i>c>>e d>>a d>>b>c>>e b>h>g>d a=b>c Flaete
2003 d>f=g b=d>i
Diferentes letras representam diferentes alelos. Os principais são apresentados na Figura A2 do Anexo A.
Tabela 4: Comparação da influência dos alelos Glu-1 e Glu-3 na extensibilidade em trigo mole
(Cornish et al., 2006).
Glu-A1 Glu-B1 Glu-D1 Glu-A3 Glu-B3 Glu-D3
Gupta