UNIVERSIDADE DO VALE DO ITAJAÍ
GLÁUCIA DE MARCO LIMA
CARACTERIZAÇÃO POR RESSONÂNCIA MAGNÉTICA NUCLEAR DA CELULOSE BACTERIANA ACETILADA EM SOLUÇÃO DE
DIMETILACETAMIDA/CLORETO DE LÍTIO
Itajaí - 2008
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UNIVERSIDADE DO VALE DO ITAJAÍ
PROGRAMA DE MESTRADO ACADÊMICO EM CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS
PESQUISA E DESENVOLVIMENTO DE MÉTODOS ANALÍTICOS, INSUMOS E MEDICAMENTOS
GLÁUCIA DE MARCO LIMA
CARACTERIZAÇÃO POR RESSONÂNCIA MAGNÉTICA NUCLEAR DA CELULOSE BACTERIANA ACETILADA EM SOLUÇÃO DE
DIMETILACETAMIDA/CLORETO DE LÍTIO
Dissertação submetida à Universidade do Vale do Itajaí como parte dos requisitos para a obtenção do grau de Mestre em Ciências Farmacêuticas.
Orientador: Prof. Dr. Cesar A. Tischer
Itajaí, novembro de 2008.
CARACTERIZAÇÃO DA CELULOSE BACTERIANA ACETILADA EM SOLUÇÃO DE DIMETILACETAMIDA/CLORETO DE LÍTIO
Gláucia de Marco Lima
“Esta Dissertação foi julgada adequada para obtenção do Título de Mestre em Ciências Farmacêuticas, Pesquisa e Desenvolvimento de Métodos Analíticos,
Insumos e Medicamentos e aprovada em sua forma final pelo Programa de Mestrado em Ciências Farmacêuticas da Universidade do Vale do Itajaí”.
____________________________________
Prof. Dr. Cesar Augusto Tischer (Orientador)
__________________________________________________________
Profª. Drª. Tânia Mari Bellé Bresolin
Coordenadora do Programa Mestrado em Ciências Farmacêuticas
Apresentado perante a Banca Examinadora composta pelos Professores:
______________________________________
Prof. Dr. Cesar Augusto Tischer (UNIVALI) Presidente
______________________________________
Prof. Dr. Clóvis Antônio Rodrigues (UNIVALI) Membro
______________________________________
Prof. Dr. Alexandre Bella Cruz (UNIVALI) Membro
____________________________________
Rodrigo Vassoler Serrato (UFPR) Membro
Itajaí (SC), 05 de novembro de 2008., 2008.
Dedico esta Dissertação a
Deus e aos meus Pais, sempre
companheiros e incentivadores, sem
os quais este trabalho não teria sido
realizado.
AGRADECIMENTOS
Primeiramente agradeço a Deus por ter aberto mais uma porta na minha vida.
Em especial agradeço à minha amada mãe pelo carinho, paciência e força em mim depositadas, pelo apoio incondicional sob todas as minhas escolhas e pela compreensão. Ao meu amado pai, exemplo de força e determinação, que me proporcionou mais uma vez a oportunidade de crescimento, aprendizado, realização profissional e pessoal.
Ao Prof. Dr. Cesar Augusto Tischer, orientador desta dissertação, por todo empenho, sabedoria e compreensão, além da participação nas correções e sugestões que fizeram com que concluíssemos este trabalho.
Aos membros da Banca Examinadora, composta pelos professores: Dr.
Alexandre Bella Cruz (UNIVALI), Dr. Clóvis Antônio Rodrigues (UNIVALI) e Dr.
Philip Abbert James Gorin (UFPR), pela disponibilidade em participar da Banca de Defesa desta Dissertação, pelo desprendimento na avaliação, empenho e competência incomuns, proporcionando discussões e sugestões que servirão para o crescimento, aprendizado e incentivo à pesquisa.
À Rede Nanoglicobiotec/CNPq pela viabilização das analises de DRX.
À Dra. Paula C. S. F. Tischer pela colaboração e empenho na realização das análises de DRX.
À minha querida irmã, pelo incentivo e confiança nas horas desanimadoras, pelo apoio em todos os momentos em que precisei.
Aos meus queridos amigos e amigas, pelo carinho, amizade, apoio.
Ao pessoal do laboratório e às secretárias do Programa de Mestrado da Univali pela ajuda e amizade.
Se não posso realizar grandes coisas, posso pelo menos fazer pequenas coisas com grandeza.
(Clarck)
CARACTERIZAÇÃO POR RESSONÂNCIA MAGNETICA NUCLEAR DA CELULOSE BACTERIANA ACETILADA EM SOLUÇÃO DE
DIMETILACETAMIDA/CLORETO DE LÍTIO
Gláucia de Marco Lima Novembro/2008
Orientador: Cesar Augusto Tischer, Doutor.
Área de Concentração: Pesquisa e Desenvolvimento de Métodos Analíticos de Insumos e Medicamentos.
Número de Páginas: 80.
A celulose consiste em um polissacarídeo insolúvel em água, usado em escala industrial na manufatura de papel, filmes, ou na forma de pó, natural, hidrolizada ou derivatizada. A celulose bacteriana, produzida principalmente pela bactéria Acetobacter xylinum, é idêntica a similar vegetal, livre de lignina e hemicelulose, não necessitando de processos químicos severos de purificação, minimizando a agressão ao meio ambiente. A celulose bacteriana foi produzida em meio glucose 4% e em condição estática. Para sua dissolução fez-se o aquecimento primeiramente com DMAc/LiCl em diferentes temperaturas (120 °C, 150 °C e 170
°C), seguido de acetilação com anidrido acético. Foram testados diferentes condições de tempo (1 e 3 horas) e quantidade de anidrido acético (15 a 25 mL) na derivatização, afim de otimizar os resultados. O acetato de celulose foi identificado através de espectroscopia de infravermelho e, o melhor rendimento foi de 43 % de derivado, na amostra 10. No espectro de infravermelho, o que evidencia a acetilação, é a presença de três principais bandas em 1752 cm-1 (C=O ester), 1375 cm-1 (banda C-H em um grupo –O(C=O)-CH3 e 1235 cm-1 (-CO grupo acetil). Ainda, a diminuição da banda de intensidade em 3411 cm-1 (acetilação do OH), indicativo de acetilação parcial. Na caracterização por 1H-RMN, a ressonância dos átomos de hidrogênio do anel glicose apresenta-se em (2,60 - 5,20 ppm) e o metil próton do grupamento acetato em (1,80 - 2,20 ppm). Entretanto, no 13C-RMN, os carbonos C6>>C2>C3 encontram-se em (60-80 ppm) e o C1 em (100-110 ppm). A celulose bacteriana derivatizada em DMAc/LiCl/anidrido acético (1:4:50) produziu um grau de substituição de 87 %. A estrutura cristalina da celulose bacteriana se desfez na dissolução, tornando-se uma estrutura amorfa, assim como o Avicel. O processo de dissolução da celulose bacteriana é fundamental para análises de polímeros insolúveis em água, facilitando muito na análise e na caracterização destes compostos, como espectroscopia de 13C-RMN, técnica cromatográfica de exclusão por tamanho de Light Scattering.
Palavras-chave: Celulose Bacteriana, Acetobacter xylinum, Dimetilacetamida, Cloreto de Lítio, Anidrido acético, Ressonância Magnética Nuclear.
CHARACTERIZATION BY NUCLEAR MAGNETIC RESONANCE OF THE ACETYLATED BACTERIAL CELLULOSE IN
DIMETHYLACETAMIDE/LITHIUM CHLORIDE SOLUTION
Gláucia de Marco Lima November/2008
Superviser: Cesar Augusto Tischer, Doctor.
Area of Concentration: Research and Development of Analytical Methods, Commodities and Medicines.
Number of pages: 80.
Cellulose consists of an insoluble polysaccharide, used in industrial scale for manufacture of paper, films, or in the dust form, natural, hydrolyzed or derivatized.
Bacterial cellulose, mainly produced by the bacterium Acetobacter xylinum, is identical to the vegetal one, but free of lignin and hemicellulose, wuich eliminates severe chemical processes of purification, minimizing the aggression to the environment. Bacterial cellulose was produced in a 4% glucose medium with static condition. For its dissolution first heated with DMAc/LiCl in different temperatures (120 °C, 150 °C and 170 °C), followed by acetylation with acetic anhydride. Different conditions of time (1 and 3 hours) and volume, acetic anhydride (15 the 25 mL) in the derivatization to optimize the results. Cellulose acetate was identified by infra- red spectroscopy and best results was of 43% (w/w) of derivative of the version 10.
In the infra-red spectrum, what evidences the acetylated form is the presence of three main bands at 1375 cm-1 (band C-H in a group - O (C=O) - CH3 and 1752 cm-
1 (C=O ester), 1235 cm-1 (- CO acetyl group). In addition, decreased peak intensity at 3411 cm-1, which originates from OH stretching in acetylated cellulose sample.
1H-NMR shows the proton resonance of the per acetylated glucose ring at (2,60 - 5,20 ppm) and the corresponding resonance area of the methyl proton of the acetate group at (1,80 - 2,20 ppm). However, 13C-NMR resonance corresponding to the C6>> C2> C3 at (60 - 80 ppm) and to the C1 at ( ~ 100-110 ppm). The derivatization of bacterial cellulose in DMAc/LiCl/acetic anhydride (1:4:50) produced a substitution degree of 87 %. The crystalline structure was lost in the dissolution, becoming an amorphous structure, as well as Avicel. The process of dissolution of the bacterial cellulose is basics for the analysis of the insoluble polymer in water, facilitating the analysis and the characterization of these composites, by spectroscopy 13C-NMR, size exclusion chromatography and Light Scattering techniques.
keywords: Bacterial Cellulose, Acetobacter xilinum, Dimethylacetamide, lithium chloride, acetic anhydride , Nuclear Magnetic Resonance.
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ... 15
2 OBJETIVOS ... 17
2.1 Objetivo Geral ... 17
2.2 Objetivos Específicos ... 17
3 REVISÃO DA LITERATURA... 18
3.1 Celulose Bacteriana ... 18
3.1.1 Produção de celulose por Acetobacter xylinum...22
3.1.2 Aplicações Comerciais da Celulose Bacteriana ...25
3.2 Solventes para a Celulose ... 26
3.3 Dissolução da Celulose em Dimetilacetamida/Cloreto de Lítio (DMAc/LiCl) ... 27
3.3.1 Derivatização da Celulose com Anidrido Acético...30
3.4 Caracterização por espectroscopia de Infravermelho (IV) ... 34
3.5 Caracterização por espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear (RMN) ... 36
3.6 Difração de Raios X ... 39
4 MATERIAL E MÉTODOS ... 44
4.1 Material ... 44
4.1.1 Cepa bacteriana ...44
4.1.2 Equipamentos ...44
4.2 Métodos Físicos e Químicos ... 45
4.2.1 Produção da celulose bacteriana...45
4.2.2 Dissolução da celulose bacteriana ...45
4.2.3 Produção de derivados acetilados da celulose bacteriana ...46
4.2.4 Cálculo de determinação do grau de substituição ...47
4.2.5 Teste do Perfil de Dissolução...47
4.2.6 Métodos Espectroscópicos ...48
4.2.6.1 Infravermelho...48
4.2.6.2 Ressonância Magnética Nuclear...48
4.2.7 Regeneração da Celulose Bacteriana Dissolvida ...48
4.2.8 Difratometria de Raios X ...48
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO... 50
5.1 Perfil de Dissolução da Celulose Bacteriana... 51
5.1.1 Análise por 13C-RMN da Celulose Bacteriana dissolvida em DMAc/LiCl.52
5.2 Avaliação das Condições de Dissolução e Acetilação da Celulose Bacteriana ... 55
5.2.1 Efeito da temperatura na dissolução ...56
5.2.2 Efeito da proporção do anidrido acético na derivatização ...57
5.3 Caracterização por Espectroscopia de Infravermelho da Celulose Bacteriana Acetilada ... 58
5.4 Determinação por espectroscopia de
1H-RMN do Grau de Substituição (DS) da Celulose Bacteriana Acetilada ... 60
5.5 Caracterização por espectroscopia de
13C-RMN da Celulose Bacteriana Acetilada ... 64
5.5.1 Regeneração da Celulose Bacteriana Dissolvida ...68
5.6 Caracterização por Difração de Raios X da Celulose Bacteriana... 68
6 CONCLUSÕES... 74
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ... 76
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Estrutura molecular da celulose (n=GP, Grau de Polimerização) (GURGEL, 2007)...19 Figura 2. Representação esquemática da celulose Iα e Iβ (BERLIOZ, 2007). ...20 Figura 3. Esquema do polimorfismo da celulose (KONTTURI; TAMMLEN;
ÖSTERBERG, 2006)...21 Figura 4. Esquema do arranjo cristalino da celulose tipo I e celulose tipo II (KONTTURI; TAMMLEN; ÖSTERBERG, 2006)...22 Figura 5. Síntese da celulose bacteriana (KLEMM et al., 2001). ...23 Figura 6. Membrana de celulose formada em frasco de cultura, de maneira
estática. 24
Figura 7. Microscopia Eletrônica de Varredura dos filmes de celulose produzidos em meio glucose 4 %. ...24 Figura 8. Possível interação entre a celulose e o sistema solvente Dimetilacetamida/Cloreto de lítio (TOSH; SAIKIA; DASS, 2000). ...29 Figura 9. Esquema do mecanismo de ação da esterificação da celulose com anidrido acético (GARCIA et al., 1998). ...32 Figura 10. Representação química da celulose e sua derivatização (adição de grupamentos carbonílicos. ...32 Figura 11. Tempo de reação em função do DS (grau de substituição) da celulose acetilada (CAO et al., 2007). ...33 Figura 12. Reações de modificação estrutural da celulose da madeira com anidrido acético (PANTZE, 2006)...34 Figura 13. Espectroscopia de Infravermelho da celulose de “casca do grão de milho” original (espectro a), celulose regenerada (espectro b) e celulose acetilada (espectro c) (CAO et al., 2007). ...35 Figura 14. Espectroscopia de 13C-RMN, em DMSO-d6 a 25 oC, da celulose vegetal parcialmente acetilada (CAO et al., 2007)...38 Figura 15. Curvas de difração de Raios X de modificações de celulose formadas durante a alcalinização e regeneração (Irel = intensidade relativa, 2 = ângulo de difração) (KLEMM et al., 2005)...40 Figura 16. Curvas de difração de Raios X da celulose vegetal nativa (celulose I) e celulose vegetal mercerizada (celulose II) (Gurgel, 2007). ...41 Figura 17. Esquema da técnica de dissolução e derivatização da celulose bacteriana...46 Figura 18. Comparação entre as celuloses bacteriana nas concentrações de (A) 20 % e (B) 40 % (p/v) e, de celulose vegetal comercial (Avicel®) dissolvidas em DMAc/LiCl a (C) 20 % e (D) 40 % (p/v). ...51
Figura 19. Espectroscopia de 13C-RMN, em ppm, da celulose bacteriana dissolvida em 20 % em solução de DMAc/LiCl, a 25 oC ampliado de 105 a 55 ppm, com gotas de DMSO-d6...53 Figura 20. Espectroscopia de 13C-RMN em ppm, da celulose vegetal, Avicel, dissolvido em 20 % de solução em DMAc/LiCl, a 70 oC, e ampliação de 105 a 55 ppm. 54
Figura 21. Espectroscopia de infravermelho da celulose bacteriana derivatizada, dissolvida em DMAc/LiCl, em várias condições de temperatura (120, 150 e 170
oC). 57
Figura 22. Espectroscopia de infravermelho da celulose bacteriana derivatizada em anidrido acético em várias proporções de celulose:anidrido acético: 1:50, 1:12 e 1:6 em (p/v). ...58 Figura 23. Espectroscopia de infravermelho da celulose bacteriana derivatizada amostra V10...59 Figura 24. Espectroscopia de infravermelho da Avicel® derivatizada (AD), celulose bacteriana derivatizada (CBD), celulose bacteriana nativa (CBN) e celulose bacteriana vegetal. ...60 Figura 25. Espectroscopia de 1H-RMN, a 25 °C, em ppm, da celulose bacteriana derivatizada amostra 10 e integração com solvente DMSO-d6....62 Figura 26. Espectroscopia de 1H-RMN, a 25 °C, em ppm, da celulose bacteriana derivatizada amostra V10, utilizando solvente acetona-d6. ...63 Figura 27. Espectroscopia de 1H-RMN, a 25 °C, em ppm, da celulose vegetal (Avicel) derivatizada em solvente DMSO.d-6...64 Figura 28. Espectroscopia de 13C-RMN, a 25 °C, em ppm, da celulose bacteriana derivatizada amostra V10...65 Figura 29. Espectroscopia de 13C-RMN, a 25 °C, em ppm, da celulose vegetal (Avicel) derivatizada. ...67 Figura 30. Fotos das celuloses (bacteriana e Avicel®) regeneradas após dissolução em DMAc/LiCl...68 Figura 31. Espectro de difração de Raios X da celulose bacteriana nativa ...69 Figura 32. Espectro de difração de Raios X da celulose bacteriana dissolvida em sistema solvente DMAc/LiCl...69 Figura 33. Espectro de difração de Raios X da celulose vegetal (Avicel) nativa.71 Figura 34. Espectro de difração de Raios X da celulose vegetal (Avicel) dissolvida em sistema solvente DMAc/LiCl. ...71 Figura 35. Espectro de difração de Raios X da celulose bacteriana acetilada...72
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Intensidade relativa dos picos de ESI-MS dos íons [DMAc+Cat]+ para Li, Na, K e Cs e, sua correlação com o raio dos cátions...28 Tabela 2. Comprimentos de onda dos principais grupos funcionais, segundo Yang e colaboradores (2007). ...36 Tabela 3. Deslocamentos químicos de 13C-RMN (solução) do Avicel e Celulose
Bacteriana dissolvidos, em comparação com o RMN (amostras sólidas), segundo a Kono e colaboradores (2004)...55 Tabela 4. Efeito das variações nas condições de temperatura de dissolução e
proporção de anidrido acético na acetilação durante 3 horas, no rendimento e grau de substituição (DS) obtidos nas amostras de celulose bacteriana e Avicel® Derivatizados...56 Tabela 5. Grau de substituição (DS) e porcentagem de acetilação relacionados
com o rendimento de cada amostra analisada...61 Tabela 6. Deslocamentos químicos dos espectros de 1H e 13C-RMN da celulose
bacteriana acetilada obtidas em comparação com as absorbâncias da celulose vegetal da literatura...66
LISTA DE ABREVIATURAS
AGU – Unidade Anidroglucose
AmimCl - Cloreto de 1-alil-2metilimidazolil CA – Acetato de celulose
CMC – Carboximetilcelulose CS2 – Dissulfeto de carbono Cuam – hidróxido de cupramônio
Cuem – hidróxido de cuproetilenodiamina DMAc – Dimetilacetamida
DMAc/LiCl – Dimetilacetamida Cloreto de Lítio DMSO-d6 – Dimetilsulfóxido
D2O – Óxido de deutério DS – Grau de substituição
ERE – Imagens de Elétrons Retroespalhados ES – Elétrons Secundários
HEC - Hidroxietilcelulose
GPC – Gel de Permeação Cromatográfico IV – Infravermelho
MEV – Microscopia Eletrônica de Varredura NMMO – N-metilmorfolina-N-óxido
1H-RMN – Ressonância Magnética Nuclear do hidrogênio
13C-RMN – Ressonância Magnética Nuclear do isótopo carbono-13 TsCl – Cloreto de Tosila
1 INTRODUÇÃO
A celulose vegetal é o biopolímero mais abundante da terra e de importância econômica global (KESHK; SAMESHIMA, 2006). É processada em uma ampla escala industrial na manufatura de fibras, filmes e outros produtos estruturais, os quais, muitas vezes envolvem solubilização ou derivatização química, causando o rompimento da morfologia semicristalina e recombinação das ligações do polímero em uma nova morfologia regenerada (IBBETT; DOMVOLOU; FASCHING, 2006).
Consiste em um polímero muito simples formado por moléculas de glucose com ligações β-1→4 (RÖMLING, 2002). Os três constituintes fundamentais da madeira são: celulose (40 % a 45 %), hemicelulose (20 % a 30 %) e lignina (20 % a 32 %).
A celulose bacteriana, contudo, é livre de lignina e hemicelulose. Ela pode ser produzida por diferentes substratos e adquirir o formato do recipiente que a contém (YOSHINAGA; TONOSCHI; WATANABE, 1997). Alguns microrganismos possuem a habilidade de produzir celulose, dentre eles, os gêneros: Acetobacter, Agrobacterium, Pseudomonas, Rhizobium a Sarcinia, este último sendo o único Gram-positivo (JONAS; FARAH, 1998). Porém, a bactéria Acetobacter xylinum é a única espécie conhecida capaz de produzir celulose em quantidades comerciais (BROWN, 1986).
A celulose bacteriana, assim como seu similar vegetal, tende a formar ligações de hidrogênio entre si que estabilizam sua estrutura em arranjos cristalinos.
A cristalinidade dependerá do padrão de associações intra e intermoleculares o que afetará diretamente a solubilidade da celulose, porém, geralmente, a celulose é insolúvel. A impossibilidade de formar soluções homogêneas de celulose em água ou solventes orgânicos polares ou apolares convencionais impõe dificuldades catalíticas para o aproveitamento da celulose ou gera custos elevados tanto financeiros como ambientais para a realização de soluções de celulose ou aproveitamento do mesmo.
Os solventes da celulose podem ser divididos em duas categorias:
derivatizados e não-derivatizados. O sistema derivatizado inclui todos os sistemas onde a dissolução ocorre por formação de compostos instáveis, enquanto que o sistema não-derivatizado, permite a dissolução dos polímeros somente por interações intermoleculares. Os solventes não-derivatizados subdividem-se em
aquosos (agem através de interações covalentes, como exemplo, hidróxido de cupramônio (Cuam), hidróxido de cuproetilenodiamina (Cuem), NaSCN/KSCN/LiSCN/H2O LiClO4.3H2O; H2SO4/H3PO4) e não-aquosos, como o dimetilacetamida/cloreto de lítio (DMAc/LiCl), n-metilmorfolina-n-óxido (NMMO) e dimetilsulfóxido (DMSO) (HEINZE; KOSCHELLA, 2005).
Assim, é fundamental uma modificação estrutural dos polissacarídeos, permitindo que haja uma dissolução em sistemas solventes adequados, a fim de que evitem a degradabilidade e a perda das propriedades físicas. Os ésteres de polissacarídeos oferecem esta oportunidade, protegendo o material susceptível a degradabilidade do meio ambiente (KAPLAN, 1996). A derivatização da celulose bacteriana permite que esta dissolva em um meio solvente selecionado, sendo pré- requisito básico na formação de uma fase homogênea do polímero e permitindo várias análises que exigem uma solução para a caracterização do polímero, além da importância comercial, como o processo da fabricação da viscose.
2 OBJETIVOS
2.1 Objetivo Geral
Avaliar a solução de dimetilacetamida/cloreto de lítio como solvente para acetilação de celulose bacteriana, caracterizando os derivados por Espectroscopia de Infravermelho, Ressonância Magnética Nuclear e Difração de Raios X.
2.2 Objetivos Específicos
• Produzir celulose a partir da bactéria Acetobacter xylinum em meio glucose 4%.
• Verificar a dissolução da celulose bacteriana no sistema solvente selecionado: DMAc/LiCl em diferentes condições.
• Acetilar a celulose bacteriana dissolvida, com anidrido acético, em diferentes condições.
• Avaliar o perfil de dissolução da celulose bacteriana em diferentes concentrações comparativamente a celulose vegetal comercial (Avicel).
• Caracterizar a celulose bacteriana acetilada e não-acetilada através da espectroscopia de Infravermelho, da Ressonância Magnética Nuclear e Difração de Raios X, comparativamente a celulose vegetal comercial (Avicel).
• Determinar o grau de derivatização por 1H-RMN das celuloses acetiladas bacteriana e vegetal.
3 REVISÃO DA LITERATURA
3.1 Celulose Bacteriana
A celulose é o polímero mais abundante e renovável já avaliado. As duas principais fontes de celulose são árvores de grande porte e algodão, embora ela também derive do linho, juta, rami e cânhamo (FERREIRA, 1999). Como matéria- prima química, a celulose tem sido utilizada por cerca de 150 anos. A Hyatt Companhia Industrial, em 1987, demonstrou que novos materiais poderiam ser produzidos em uma escala industrial pela modificação química de celulose. Com este conhecimento notou-se um aumento do uso de fibras sintéticas baseadas na celulose da madeira, ao invés de fibras de celulose vegetal para tecidos e produtos tecnológicos (KLEMM et al., 2005).
Cerca de 90 % da celulose é destinado à produção de papel, o restante é utilizado na regeneração das fibras de celulose, filmes e derivados de celulose (FERREIRA, 1999). Aproximadamente 2 % (3,2 milhões de toneladas em 2003) dados mais recentes foram usadas para a produção de fibras e filmes de celulose regenerada, como também para a síntese de um grande número de ésteres e éteres de celulose (KLEMM et al., 2005).
A celulose da madeira é composta por hemicelulose e lignina, as quais geralmente precisam ser removidas para a maioria das aplicações. Por isso, uma das grandes vantagens da celulose bacteriana é não necessitar de processos químicos severos de purificação, para a remoção de lignina e outras substâncias, minimizando a agressão ao meio ambiente e reduzindo os custos para a indústria tornando mais favorável o seu beneficiamento que o da celulose da madeira. É extremamente hidrofílica e pode ser produzida por diferentes substratos e moldar- se às superfícies onde é produzida (YOSHINAGA; TONOSCHI; WATANABE, 1997).
A celulose vegetal é formada por cadeias longas não-ramificadas (RÖMLING, 2002). Estas estruturas lineares se associam em ligações de hidrogênio para formar as fibrilas elementares, assim, constituindo uma estrutura rígida da parede da planta. As redes de celulose têm uma forte tendência a agregar-se, devido à conformação espacial e constituição química (ZHAO, 2007).
A cadeia de celulose consiste em uma terminação de uma unidade de D-glucose
com um grupo C4-OH (terminal não redutor); e a outra terminação finalizada com um grupo C1-OH, que está em equilíbrio com a estrutura de aldeído (terminal redutor) (Figura 1). O comprimento da cadeia de celulose é expresso em número de GP (grau de polimerização) e constituintes de UAGs (unidades de anidroglucose), e varia com a origem e o tratamento de matéria-prima. No caso da polpa da madeira, os valores de GP são tipicamente de 300 a 1700. Algodão e outras fibras têm valores de 800 a 10.000 e, dependendo do tratamento, são similares aos observados na celulose bacteriana. A degradação parcial das cadeias produz celulose na forma de pó, do tipo celulose microcristalina (Avicel) com valores de GP entre 150 e 300 (KLEMM et al., 2005).
Figura 1. Estrutura molecular da celulose (n=GP, Grau de Polimerização) (GURGEL, 2007).
Os grupos hidroxilas do polímero de celulose podem reagir com ácidos formando ésteres ou reagir com álcoois formando éteres. A biodegradabilidade da celulose derivatizada depende do grau de substituição e do comprimento da ligação alquil (FERREIRA, 1999).
A estrutura molecular da celulose confere as seguintes propriedades características: hidrofilicidade, quiralidade, degradabilidade e ampla variabilidade química iniciada pela alta reatividade dos grupos hidroxilas (OH). Estas características são a base para as extensas redes de ligações de hidrogênio entre os grupos hidroxilas, dando a celulose uma miríade de morfologias estruturais de fibra parcialmente cristalinas (KLEMM et al., 2005).
Acreditou-se por muito tempo que a celulose vegetal era a única estrutura chamada de celulose I. Em 1984, Atalla e VanderHart propuseram através da Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear de 13C de alta resolução de estado sólido; que ambas celuloses vegetal ou bacteriana (chamadas de celulose I) existem em duas formas alomórficas: Iα (triclínica) e Iβ (monoclínica) (Figura 2) e, sua proporção Iα/Iβ depende da origem da celulose (WADA; SUGIYAMA;
OKANO, 1993; KLEMM et al., 2005). Estes dois tipos de celulose podem ser encontrados não somente juntas na mesma amostra de celulose, mas também ao longo de uma dada microfibra. Celuloses bacterianas e celuloses de parede celular de algumas algas são predominantemente do tipo I , enquanto que em algodão e madeira, são em geral do tipo I . Ambas as celuloses I e I são metaestáveis e podem somente ser sintetizadas por organismos vivos (NISHIYAMA et al., 2002). A celulose I é convertida irreversivelmente para a celulose I com tratamento hidrotérmico (mercerização) ou pelo tratamento com vários solventes, por isso é considerada termodinamicamente menos estável do que a celulose I (WADA; SUGIYAMA; OKANO, 1993; KONTTURI; TAMMLEN;
ÖSTERBERTG, 2006).
Figura 2. Representação esquemática da celulose Iα e Iβ (BERLIOZ, 2007).
A celulose é um polímero que exibe um polimorfismo considerável, apresentando vários polimorfos comumente conhecidos como celulose I, II, III e
IV. Dentre estas, a única encontrada na natureza é a celulose I (celulose vegetal).
A celulose do tipo II é a forma cristalina que surge da recristalização ou mercerização com NaOH aquoso e é termodinamicamente a forma cristalina mais estável, devido às ligações de hidrogênio. As celuloses IIII e IIIII são obtidas a partir do tratamento com amônia liquida da celulose I e II, respectivamente. A celulose IV é o resultado do aquecimento da celulose III e, geralmente essa transformação é parcial. A Figura 3 pode explicar esse polimorfismo da celulose (KONTTURI; TAMMLEN; ÖSTERBERTG, 2006).
Figura 3. Esquema do polimorfismo da celulose (KONTTURI; TAMMLEN;
ÖSTERBERG, 2006).
A celulose é composta por regiões amorfas e cristalinas e, dependendo do tratamento e da fonte da celulose, o seu grau de cristalinidade varia. As formas cristalinas mais comuns são celuloses do tipo I e do tipo II (BEN-BASSAT, 1992).
A celulose do tipo I é menos estável, formada por cadeias de glucose β- (1 4) com arranjo paralelo, sintetizadas pela maioria das plantas e também pela bactéria Acetobacter xylinum em cultura estática; enquanto que a celulose do tipo II é organizada de maneira randômica, antiparalela, ligada por numerosas ligações de hidrogênio que conferem à celulose II maior estabilidade termodinâmica (ROSS et al., 1987).
O esquema da Figura 4 mostra uma maior distinção supramolecular da celulose do tipo I e recristalização do tipo II. A principal ligação intramolecular é a
Celulose IIII IVI
(I, Iα, Iβ) NH3 (liq.) glicerol, 206 ºC
Mercerização com NaOH Ou Regeneração
Celulose IIIII IVII
II NH3 (liq.) glicerol, 206 ºC
ligação polimórfica O3-H → O5, a qual confere a celulose uma ligação rígida e forma linear. A celulose I possui uma ligação intermolecular em O6-H → O3. A celulose II possui na posição O6-H → O2. A ligação intermolecular da celulose I difere da encontrada na celulose II pelo arranjo paralelo da celulose I e direção antiparalela da celulose II (KONTTURI; TAMMLEN; ÖSTERBERG, 2006).
Figura 4. Esquema do arranjo cristalino da celulose tipo I e celulose tipo II (KONTTURI; TAMMLEN; ÖSTERBERG, 2006).
3.1.1 Produção de celulose por Acetobacter xylinum
Alguns microrganismos possuem a habilidade de produzir celulose, no entanto, a Acetobacter xylinum é a única bactéria conhecida capaz de produzir celulose em quantidades comerciais (BROWN, 1986).
A bactéria Acetobacter xylinum a partir de 1997, também passa a ser chamada de Gluconoacetobacter xylinus, porém, a maioria dos autores não utilizam esta segunda nomenclatura (YAMADA et al., 1997). Microrganismos do gênero Gluconoacetobacter são encontrados, geralmente, nas frutas, nos vegetais, no vinagre, nos sucos de fruta e nas bebidas alcoólicas (KRIEGER;
MCCOMB; LEVY, 1999). É uma espécie aeróbica, Gram-negativa, capaz de sintetizar a celulose como um polissacarídeo extracelular (TAJIMA et al., 1998).
Este tipo de celulose pura é produzida, na forma de microfibrilas, por fermentação, pela bactéria Acetobacter xylinum, em substratos orgânicos como a glucose e o glicerol.
Celulose tipo I Celulose tipo II
Muitos substratos servem como possíveis fontes de carbono (D-glucose, D- frutose, D-galactose, D-manose, D-xilose, L-arabinose, L-sorbose, lactose, maltose, sacarose, celobiose, amido, etanol, etileno glicol, glicerol, D-arabinitol, D- manitol, citrato, succinato, lactato) na produção de celulose pela bactéria Acetobacter xylinum. Esses substratos são metabolisados via xilose e frutose, respectivamente, e como nenhum ácido glucurônico é produzido durante o processo fermentativo, o pH se mantém estável (JONAS; FARAH, 1998).
A Figura 5 representa a síntese da celulose bacteriana, onde a bactéria possui dezenas de celulose sintase que promovem o crescimento das fibras de celulose em direção ao meio de crescimento. Essas fibras mantêm a bactéria na superfície do meio e o oxigênio é o responsável por viabilizar a sua proliferação (KLEMM et al., 2001).
Figura 5. Síntese da celulose bacteriana (KLEMM et al., 2001).
A bactéria Acetobacter xylinum cresce em superfícies e aparece como uma fina membrana produzida em camadas, quando o meio não é agitado (Figura 6 e Figura 7). Sob agitação em “shaker” orbital, pelotas pequenas são formadas e alguma celulose bacteriana permanece em suspensão. A melhor fonte de carbono em relação ao rendimento é o glicerol (13 %), derivado de glicose (8,4 %), frutose (7,9 %) e inositol (7,4 %) (GOELZER et al., 2007).
Os melhores valores de concentração de carbono e o volume de superfície, ou a área relativa de superfície do sistema de fermentação ocorrem entre o 4o e 10o dia de produção. O pH ideal é de 5,25 para a Acetobacter xylinum e temperatura de 28 oC. Além disso, o oxigênio é um importante fator, pois altera a produção e o desempenho das membranas da celulose. Uma baixa tensão de
oxigênio produz poucas ramificações em relação à tensão de oxigênio mais altas.
Ainda, o sistema rotacional produz celulose bacteriana com produtividade similar à produção em meio estático, porém há maiores dificuldades na obtenção de películas de melhor qualidade e o sistema rotacional não é reprodutível quanto aos processos industriais e intensos estudos (JONAS; FARAH, 1998).
Figura 6. Membrana de celulose formada em frasco de cultura, de maneira estática.
Figura 7. Microscopia Eletrônica de Varredura dos filmes de celulose produzidos em meio glucose 4 %.
3.1.2 Aplicações Comerciais da Celulose Bacteriana
A importância da celulose bacteriana é muito ampla, envolve áreas da saúde, medicina, operações unitárias e nanotecnologia (JONAS; FARAH, 1998).
Dentre as mais importantes aplicações, podemos destacar a utilização:
• Como biocurativo na terapia de queiraduras e ulcerações (JONAS;
FARAH, 1998; CZAJA et al., 2006);
• Em empresas de aparelhos eletroacústicos – Sony Corporation® – como diafragma em fones de ouvido (JONAS; FARAH, 1998);
• Na melhoria do látex ou outras pastas (JONAS; FARAH, 1998);
Além disso, há testes que estão sendo realizados cuja aplicação da celulose bacteriana envolve:
• Cardiologia como revestimento de Stent Cardíaco para a desobstrução de artérias coronárias (ARAKI, 2006);
• Composições de revestimento de fármacos (SOKOLNICKI et al., 2006).
• Matriz-artificial para geração de tecido ósseo (JONAS; FARAH, 1998);
• Acetato de celulose como revestimento para indústrias de cigarro e têxteis (CAO et al., 2007).
Com suas propriedades únicas, a celulose bacteriana resulta em uma estrutura ultrafina reticulada, possuindo uma vasta aplicação nas indústrias de papéis, têxteis e alimentos, além do biomaterial empregado em cosméticos e na medicina (RING; NASHED; DOW, 1986).
O estudo de estruturas moleculares é de ótimo interesse comercial, em relação ao desenvolvimento de novos produtos regenerados e no controle da consistência e qualidade de produtos existentes, incluindo fibras, filmes, fitas, esponjas e pós (IBBETT; DOMVOLOU; FASCHING, 2006).
Éteres e ésteres de celulose são produzidos em uma escala industrial e usados para o revestimento, laminados, filmes ópticos, aditivos para
determinantes de propriedades de materiais de construção, produtos farmacêuticos, alimentos e cosméticos (KLEMM et al., 2005).
Os acetatos de celulose geralmente usados são os diacetatos (com grau médio de substituição na escala de 2,2 a 2,7) e os triacetatos (com grau de substituição acima de 2,8).
3.2 Solventes para a Celulose
A eficiente dissolução da celulose é fundamental para a formação de uma fase homogênea do polímero, permitindo assim a sua dissolução e a caracterização por Ressonância Magnética Nuclear (HEINZE; KOSCHELLA, 2005).
Devido à morfologia complexa das regiões cristalinas e amorfas e às ligações de hidrogênio inter e intramoleculares, a celulose não é solúvel em solventes convencionais. Assim, exigem-se solventes especiais a fim de processar as fibras ou filmes, bem como no controle da síntese de derivados de celulose sobre circunstâncias homogêneas (ASS; CIACCO; FROLLINI, 2006).
Devido à celulose ser insolúvel em água e líquidos orgânicos mais comuns, a utilização da celulose sem modificação ou depolimerização em reações homogêneas é bem limitada. Pesquisas e desenvolvimentos apropriados de sistemas de solventes em reações homogêneas é o fator chave do aperfeiçoamento da reatividade da celulose. A celulose pode ser dissolvida em vários sistemas solventes, incluindo soluções complexas de amino-metais pesados, concentrado de sais, soluções de NaOH, Dimetilacetamida/cloreto de lítio, sistema N-metilmorfolina-n-óxido/água e ácido sulfúrico/ácido fosfórico (ZHAO et al., 2006). Ainda, o sistema aquoso NaOH/tiouréia/uréia é muito utilizado na dissolução direta da celulose, sendo que a uréia consiste em um composto capaz de quebrar as pontes de hidrogênio intermoleculares, dissolvendo a celulose rapidamente (JIN; ZHA; GU, 2007).
3.3 Dissolução da Celulose em Dimetilacetamida/Cloreto de Lítio (DMAc/LiCl)
Houve um grande avanço na celulose quanto aos sistemas de solventes não-aquosos. Foi proposto um meio de reação para a derivatização da celulose a fim de permitir uma distribuição mais homogênea dos grupamentos acetatos. Um exemplo é a Dimetilacetamida/cloreto de lítio (DMAc/LiCl). A dissolução da celulose e seus derivados raramente conduzem a uma completa dissolução dos polímeros, devido à forte tendência da celulose formar ligações de hidrogênio (ASS; CIACO; FROLINI, 2006).
O sistema solvente DMAc/LiCl foi empregado com maior freqüência pela sua capacidade de dissolver, auxiliando na derivatização e na análise de uma grande quantidade de polissacarídeos. Estes incluem dissolver polímeros como a celulose, amilose, amilopectina, quitina, entre outros. Recentemente, a utilização não é somente em estudos de polímeros naturais, mais também sintéticos (STRIEGEL, 2003).
A solução de celulose em DMAc/LiCl foi muito utilizada, pois permite controlar o grau de substituição e a distribuição dos substituintes (ATALLA;
ISOGAI, 2005; BERLIOZ, 2007). O sistema solvente DMAc/LiCl consiste em um excelente sistema solvente para a acetilação homogênea da celulose com anidrido acético (TOSH; SAIKIA; DASS, 2000). Klemm e colaboradores (2005) concordam com esta afirmação e relatam ainda que a solução de LiCl em DMAc é um dos sistemas solvente para a celulose mais importante em síntese orgânica, como também para propósitos analíticos.
Os solventes da celulose afetam a dissolução por rompimento e quebra das ligações de hidrogênio intermolecular. Para o solvente DMAc/LiCl, o complexo de íons lítio com DMAc mobiliza os íons cloreto os quais interagem com grupos hidroxilas da celulose, como mostra a Figura 8 (CUISSINAT; NAVARD;
HEINZE, 2008).
Os experimentos desenvolvidos por Striegel (2003) com a dissolução de quitosana, descrevem o efeito deste macrocátion imerso em [DMAc+Li]+ na forma de um complexo íon-dipolo, observado através do espectro de 13C-RMN, em que os cátions lítio interagem com o oxigênio do grupo carbonila do DMAc. Bem como
uma mudança na viscosidade do DMAc quando o LiCl foi adicionado ao solvente.
Resultados do experimento de ESI-MS (Electron Spray-Mass Espectrometry) mostram que a intensidade do sinal [DMAc+Cat]+ é diminuída na ordem: Li > Na >
K > Cs; onde cat é o cátion adutor.
Tabela 1. Intensidade relativa dos picos de ESI-MS dos íons [DMAc+Cat]+ para Li, Na, K e Cs e, sua correlação com o raio dos cátions.
Li+ Na+ K+ Cs+
I
[DMAc+Cat]+
1,75 x 107 1,1 x 107 3,04 x 106 1,11 x 106r
c(Å)
0,68 0,97 1,33 1,67I[DMAc+Cat]+ (intensidade relativa dos picos dos íons [DMAc+Cat]+) e
r
c (raio dos cátions) (STRIEGEL, 2003).Esta classificação correlaciona o aumento no raio iônico do metal cátion álcali, do Li ao Cs, como mostra a Tabela 1. Como o tamanho do cátion aumenta, o tipo interações eletrostáticas do íon-dipolo entre o cátion e o solvente torna-se mais fraco e, a energia obrigatória destas espécies igualmente diminui (STRIEGEL, 2003).
Assim, as propriedades da solubilidade dos acetatos também dependem das condições que precedem as reações, como a concentração de cloreto de lítio.
Essa dependência explica porque muitos casos não podem comparar somente dados de DS e solubilidade de ésteres de celulose em um dado solvente, como geralmente é feito, mesmo que os índices de peso molecular e de cristalinidade sejam similares aos das amostras encontradas (ASS; CIACO; FROLINI, 2006). A celulose forma redes de fibras entrelaçadas pelas ligações de hidrogênio e o cloreto de lítio age afrouxando essas redes, tornando a molécula mais polar e quebrando as ligações de hidrogênio, permitindo a interação das fibras da celulose com o solvente.
Figura 8. Possível interação entre a celulose e o sistema solvente Dimetilacetamida/Cloreto de lítio (TOSH; SAIKIA; DASS, 2000).
No caso da celulose, a introdução de grupos acetatos promove a quebra das ligações de hidrogênio, produzindo novas interações entre os substituintes, os quais dependem do grau de substituição (DS) e da natureza dos substituintes. Em conseqüência, os derivados da celulose são geralmente solúveis em uma grande quantidade de solventes (ASS; CIACO; FROLINI, 2006). Graus mais elevados de substituição ou ruptura das regiões cristalinas podem ser usados para reduzir a interligação do hidrogênio e a força das ligações distantes. Isto pode resultar em um derivado de celulose solúvel em solventes comuns (SUPPLIERS, 2008).
Röder e colaboradores (2001) utilizaram concentrações de 24 e 36 % de celulose vegetal dissolvida no sistema solvente DMAc/LiCl, enquanto que Tosh, Saikia e Dass (2000) utilizam 37,5 % e, Ass, Ciacco e Frolini (2006) utilizam 20 % de celulose dissolvida no sistema solvente.
Krouit e colaboradores (2006) esterificaram a celulose vegetal utilizando uma proporção de 4 g de LiCl para 20 % de celulose em dissolvida em DMAc, aquecendo a 70 oC sob agitação, obtendo uma solução homogênea após 24 horas de agitação à temperatura ambiente. Enquanto Kim e colaboradores (2006) prepararam uma solução de celulose vegetal com DMAc/LiCl sob aquecimento de
50 oC a 60 oC e após duas horas, a solução permaneceu em agitação com a temperatura em 80 oC para evitar a degradação.
Tosh; Saikia; Dass (2000) desenvolveram uma técnica de dissolução da celulose vegetal aquecendo a 150 oC por 26 minutos em um equipamento com agitação e sistema condensador. Quando o LiCl (6,5 g) foi adicionado, a mistura foi aquecida a 166 oC por 8 minutos, após resfriada a temperatura ambiente para agitação por 24 horas para a dissolução. Outra técnica de dissolução com DMAc e LiCl foi utilizando 2 g de celulose vegetal e 100 mL de DMAc aquecendo a 150
oC durante uma hora. Após, houve adição de LiCl e aquecido até 170 oC até que 10 % do volume do solvente seja evaporado, eliminando a água residual. A mistura foi resfriada a temperatura ambiente e agitada durante 24 horas (ASS;
CIACCO; FROLINI, 2006). Porém, Röder e colaboradores (2001) utilizaram uma concentração de 6 e 9 % (p/v) de solução de DMAc/LiCl.
A temperatura também é de fundamental importância no que se diz respeito à dissolução da celulose bacteriana, sendo que o aquecimento excessivo (170 oC) pode levar à degradação. Através de medidas de GPC (Gel de Permeação Cromatográfico) constatou-se que aquecer a celulose vegetal em DMAc/LiCl, causa definitivamente a degradação da celulose, efeito negativo observado na dissolução. Sob temperaturas em torno de 85 oC ocorreu uma diminuição significativa no peso molecular da celulose. A perda do grau de polimerização tornou-se mais pronunciada com a temperatura e quantidade de LiCl aumentados, sendo uma severa perda foi observada em temperaturas perto do ponto de ebulição do DMAc (164 oC) (POTTHAST et al., 2002).
3.3.1 Derivatização da Celulose com Anidrido Acético
A esterificação é uma modificação química na celulose cuja finalidade é de melhorar suas propriedades físico-químicas. Atualmente, a maioria das pesquisas procuram uma melhor estabilidade e resistência ao ataque e à deterioração. O processo de esterificação de sistemas sólidos (como o algodão ou papel) é em uma solução que contêm ácidos e catalisadores policarboxílicos, que são secos a uma temperatura de aproximadamente 180 oC durante 1 a 3 minutos. No entanto, os ácidos policarboxílicos têm a capacidade de formar um intermediário anidrido
mais eficaz na esterificação do que ácidos carboxílicos livres. Os anidridos junto com catalisadores são muito mais reativos (PANTZE, 2006). A esterificação produzida pode gerar alguma degradação nas ligações da celulose, sob uma temperatura de 70 oC (TOSH; SAIKIA; DASS, 2000).
Os derivados da celulose, como os ésteres, são produtos em um meio heterogêneo. Neste meio bifásico, a parte amorfa da celulose reage primeiro e em seguida as partes cristalinas. Desta maneira, é difícil controlar o processo. O uso de processos homogêneos por derivatização da celulose em escala industrial é uma das soluções possíveis a este problema (ASS; CIACO; FROLINI, 2006).
Os ésteres de celulose são obtidos por esterificação de grupos hidroxilas da celulose com um ou diversos ácidos. Os ésteres orgânicos são derivados de ácidos de 2 a 8 carbonos, de grande importância industrial (FERREIRA, 1999).
O acetato de celulose produzido por reações de anidrido acético tem finalidade termoplástica. O acetato de celulose comercial está disponível com um grau de substituição (DS) de 1,7 a 3,0. O acetato de celulose com baixo DS é prontamente biodegradável, já àqueles com alto DS, degradam-se lentamente (FERREIRA, 1999).
A reação com ácido octanóico foi escolhida por Garcia e colaboradores (1998) como modelo para estudo da esterificação da celulose vegetal com anidrido acético. Quando o co-reagente anidrido acético não foi adicionado à solução esterificante, a reação sob o mesmo tempo e sob as mesmas condições de temperatura conduziram à formação de um derivado acetato (octanoato de celulose) com baixos rendimentos (< DS 0,10). Isto indica que o método de esterificação não consiste em duas reações de esterificação independentes e o anidrido acético influencia na reação. Misturas de anidridos podem dissociar na presença de um catalisador ácido e formar íons acila correspondentes. Levando em consideração a esterificação da celulose (Figura 9), dois passos são necessários: a formação do íon acila (carbocátion) e a interação com a celulose em meio ácido. Entretanto, embora a reatividade do íon acetila seja muito alta, a reação de acetilação é dependente da proporção dos substituintes do grupo acetil (GARCIA et al., 1998).
Figura 9. Esquema do mecanismo de ação da esterificação da celulose com anidrido acético (GARCIA et al., 1998).
Ass, Ciacco e Frolini (2006) derivatizaram a celulose vegetal com anidrido acético, aquecendo a 110 oC durante quatro horas. O produto foi precipitado com metanol e purificado sob extração por Soxhlet, obtendo a celulose acetilada, como pode ser visto na Figura 10, a adição de grupos acetil.
Figura 10. Representação química da celulose e sua derivatização (adição de grupamentos carbonílicos.
Cao e colaboradores (2007) acetilaram a celulose vegetal usando anidrido acético como agente acetilante, obtendo um DS de 2,16 com uma hora de reação e após três horas, o DS poderia alcançar 2,5; porém, com tempo de reação de 8 horas, o DS aumentou ligeiramente para 2,63. Ainda, Ass; Ciacco e Frollini (2006) relatam que quanto maior o tempo de acetilação, maior a facilidade de o grupamento hidroxila reagir com a solução, formando grupos acetais. Estes, acetilaram a celulose vegetal em uma e quatro horas, sendo que em quatro horas houve um aumento no grau de acetilação considerável.
Figura 11. Tempo de reação em função do DS (grau de substituição) da celulose acetilada (CAO et al., 2007).
A reação da modificação do anidrido acético na celulose da madeira está representada na Figura 12. Durante o tratamento, a celulose da madeira é embebida na solução do anidrido e aquecida em torno de 120 oC por horas. Os grupos hidrofílicos da hidroxila são substituídos por uma ligação éster e por um grupo metila mais hidrofóbico (COOCH3). A celulose torna-se mais resistente à deterioração, melhorando a estabilidade. Para cada éster, um ácido correspondente é produzido e, se o ácido produzido também formar éster ligado ao grupo hidroxila da madeira, o processo será mais efetivo (PANTZE, 2006).
madeira OH +CH3O C O
OCH3 C
O
O madeira OCCH3
O
+CH3COOH
Anidrido Acético Éster
Figura 12. Reações de modificação estrutural da celulose da madeira com anidrido acético (PANTZE, 2006).
A esterificação de álcoois simples é possível com ácidos ou outros agentes acetilantes. A acetilação com anidrido acético produz uma variedade de produtos diferentes com propriedades que dependem do DS (SUPPLIERS, 2008). Os produtos comerciais normalmente com baixo DS (DS<3,0) são derivados de acetilação iniciado com anidrido acético. Estes materiais possuem propriedades similares àquelas no início, porém, uma alta estabilidade de dispersão. O acetato com alto DS pode ser preparado com anidrido acético e piridina ou hidróxido de sódio, pois são adequados para formação de filmes (FERREIRA, 1999).
3.4 Caracterização por espectroscopia de Infravermelho (IV)
A caracterização por espectroscopia de Infravermelho é uma técnica usada, geralmente, para a análise de éster no material de celulose ou lignocelulose. Uma vantagem da análise de IV é a possibilidade de analisar amostras contínuas e determinar qualitativamente ésteres. O princípio da espectroscopia IV é baseado na absorção de ligações químicas da energia infravermelha nas freqüências específicas que permitem que a estrutura básica dos compostos seja determinada. Diferentes grupos funcionais, estruturas aromáticas ou outras funções absorvem regiões específicas e podem ser identificadas com a ajuda de espectros de referências (PANTZE, 2006).
Figura 13. Espectroscopia de Infravermelho da celulose de “casca do grão de milho” original (espectro a), celulose regenerada (espectro b) e celulose acetilada (espectro c) (CAO et al., 2007).
A Figura 13 apresenta a diferença da intensidade das bandas de absorção da celulose de casca de grão de milho e o espectro c (celulose acetilada). Na celulose acetilada com anidrido acético (3 mL aquecido a 100 oC por duas horas, adicionado na solução de 1 g de celulose vegetal e 24 mL de cloreto de 1-alil- 2metilimidazolil), existem três importantes bandas: vibração em 1752 cm-1 (C=O éster), deformação em 1375 cm-1 (CH3 assimétrico do éster) e em 1235 cm-1 (deformação CO do éster). E ainda, a redução da intensidade da banda em 3411 cm-1 é um indicativo de celulose parcialmente acetilada, em comparação com a celulose não-acetilada (espectro a) (CAO et al., 2007).
A caracterização de nanofibras de celulose bacteriana acetilada, cuja esterificação foi realizada utilizando ácido carboxílico e anidrido acético, apresentou uma grande redução da intensidade da banda do grupamento (O-H) em 3348 cm-1, além das três bandas em 1742 cm-1, 1369 cm-1 e 1229 cm-1, característicos dos modos de vibração esterificado de (C=O), CH3 assimétrico e (C-O) do grupo acetil, respectivamente (IFUKU et al., 2007).
Transmitância (cm-1)
Absorbância (%)
Os comprimentos de onda dos principais grupos funcionais da celulose podem ser visto na Tabela 2.
Tabela 2. Comprimentos de onda dos principais grupos funcionais, segundo Yang e colaboradores (2007).
Comprimento de onda (cm-1) Grupo Funcional
3600-3000 (F) O-H estiramento
2860-2970 (m) C-Hn estiramento
1700-1730 (m); 1510-1560 (m) C=O estiramento
1440-1400 (F) Banda O-H
1402 (m) Banda C-H
1232 (F) C-O-C estiramento
1215 (F) C-O estiramento
1170 (F); 1082 (F) C-O-C vibração estiramento
1060 (f) C-O estiramento e deformação
900-700 (m) C-H
700-400 (f) C-C estiramento
Nota: F (forte); m (médio) e f (fraco).
Após o tratamento com NaOH, a transformação de celulose I para celulose II é acompanhada pelo deslocamento na absorbância de muitas bandas características, incluindo as mudanças de vibrações de estiramento de O-H e C- H, com algumas exceções (as bandas em 3348, 1371, 983 cm-1 que tem seu comprimento de onda aumentado. Todas as bandas são influenciadas pela transformação relacionada à mudança de ligações intra e intermoleculares (GURGEL, 2007).
3.5 Caracterização por espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear (RMN)
A espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear é outra ferramenta analítica poderosa e complexa. Pode ser usada para análise de material em
estado sólido ou em solução. A aplicação da 13C-RMN na caracterização de lignoceluloses em estados sólidos e líquidos cresceu nas décadas passadas. Isto, devido aos átomos de carbono dos grupos funcionais que contêm o oxigênio (como a carbonila e o aldeído) e substitutos aromáticos do anel poderem ser observados. Entretanto, os inconvenientes do RMN para estados sólidos são a sensibilidade mais baixa e a falta de proporcionalidade entre a intensidade dos sinais e concentração, sendo fundamental a dissolução da celulose ou outros materiais sólidos (PANTZE, 2006).
A formação do éster na celulose tratada com anidrido acético pode ser confirmada com o auxílio da espectroscopia de 13C-RMN. O surgimento das faixas em torno de 173 ppm é a evidência do grupo carbonila do éster (C=O). Os oito carbonos diferentes na celulose acetilada têm rotações diferentes e a intensidade relativa da faixa mostrou que a esterificação ocorre preferencialmente na posição C-6 da celulose. Comparar os espectros com os de referência dos estudos modelo fornece a oportunidade de encontrar transformações químicas em todos os tipos de processos de modificação da celulose (PANTZE, 2006).
A distribuição das hidroxilas dissubstituídas têm uma influência significante na dissolução da celulose acetilada. No método 13C-RMN, a celulose vegetal com DS de 2,16, C-6 ligado ao carbono do grupo carbonila apresentou um sinal em 170,5 ppm, para o C-3 em 169,6 ppm e para o C-2 em 169,3 ppm. O valor do grau de substituição do acetil com três grupos OH foi calculado a partir da integração do espectro de 13C-RMN, podendo-se observar que a posição dos três OH do C-2, C-3 e C-6 apresentam diferentes atividades, e a ordem de reatividade é C-6-OH >> C-2-OH > C-3-OH, como mostra a Figura 14. Ainda, C1’ em 100,7 ppm e C4’ em 76,9 ppm são sinais de carbono cujas hidroxilas não foram acetiladas (BISSWAS et al., 2006; CAO et al., 2007).
Figura 14. Espectroscopia de 13C-RMN, em DMSO-d6 a 25 oC, da celulose vegetal parcialmente acetilada (CAO et al., 2007).
As ressonâncias por espectroscopia de 1H-RMN do grupamento anidroglucose apresentam-se em (2,60-5,20 ppm) e do metil próton do grupamento acetato em (1,80-2,20 ppm) (ASS; BELGACEM; FROLLINI, 2006;
CAO et al., 2007).
Os deslocamentos químicos dos prótons do metil apresentam-se como três sinais de C3 em 1,97 ppm, C2 em 2,02 ppm e C6 em 2,14 ppm, respectivamente, segundo Tezuka (1994). Ainda, cada próton do grupamento anidroglucose
encontram-se em: H1 (4,46 ppm), H2 (4,77 ppm), H3 (5,08 ppm), H4 (3,71 ppm), H5
(3,56 ppm), H6 (4,38 ppm) e H6’ (4,08 ppm) (RAO; SAURIOL; PERLIN, 1984. )
3.6 Difração de Raios X
O difrator de Raios X é usado para a análise de amostras em pó, filmes finos, superfícies irregulares e policristalinas. Este equipamento permite fundamentalmente a identificação de fases e análise em amostras com estrutura cristalinas conhecidas e na determinação da estrutura cristalina de novos materiais assim como características estruturais moleculares, além do estudo de superestruturas, com agilidade. O difrator de Raios X pode gerar informações valiosas sobre características da estrutura de um composto (MEDEIROS, 2004).
Além disso, é capaz de identificar as ligações de hidrogênio da celulose I e I , as duas ocorrências naturais da fase cristalina (ZHAO et al., 2007).
Na celulose vegetal, cada microfibrila é composta por 36 cadeias de celulose que se arranjam em tubos menores de 6 cadeias. Esse arranjo central é cristalino, independente do tipo de arranjo da celulose. As demais 30 cadeias se arranjam com um grau de cristalinidade proporcionalmente menor. No caso da perda da cristalinidade ocorre um rompimento de qualquer microfibrila, ocorrendo um rearranjo não previsível (BUSELLI; OTONI; JOSHI, 2007).
As celuloses I e II são as duas formas mais utilizadas industrialmente (GURGEL, 2007). Todas as formas poderão converter em cristalina “hidrato de celulose“ durante a lavagem e, para a celulose II através da secagem (Figura 15) (KLEMM et al., 2005).
Figura 15. Curvas de difração de Raios X de modificações de celulose formadas durante a alcalinização e regeneração (Irel = intensidade relativa, 2 = ângulo de difração) (KLEMM et al., 2005).
A celulose vegetal está presente em duas formas cristalinas diferentes, a celulose I e I . A porção da celulose de maior grau de polimerização e, portanto, de maior massa molecular é chamada de α-celulose. A estabilidade adicional da celulose II sobre a celulose I é devido a uma extensa rede de ligações de hidrogênio (GURGEL, 2007).
O tratamento de materiais de celulose vegetal (celulose I) para formar fibras bem orientadas, invariavelmente, conduz a outra forma polimórfica da celulose, a celulose II. No processo de mercerização, a celulose é tratada com solução aquosa de hidróxido de sódio em condições específicas e, dependendo da concentração da solução de NaOH, da temperatura e da agitação mecânica, é possível converter a celulose I em várias formas de álcali cristalinas, cada uma
com diferente estrutura cristalina e conteúdo diferentes de NaOH e água (KLEMM et al., 2005).
Figura 16. Curvas de difração de Raios X da celulose vegetal nativa (celulose I) e celulose vegetal mercerizada (celulose II) (Gurgel, 2007).
No difratograma de Raios X, a celulose I possui ângulos de Bragg a 2 de 28,4°, 26,1°, 20,6°, 18,6°. A celulose mercerizada, por outro lado, produz reflexões com ângulos de Bragg típicos de celulose II, isto é, a 2 de 25,0° e 27,5°
(Figura 16) (GURGEL, 2007).
Durante a mercerização, o álcali penetra nas fibras de celulose e causa um rearranjo da cristalinidade das cadeias de celulose vegetal I (arranjo paralelo) para a celulose II (rearranjo antiparalelo). Essa mudança é irreversível e normalmente acompanhada de um decréscimo na cristalinidade (ASS; CIACCO,
FROLLINI, 2006). O tratamento da celulose com solução de NaOH 20 % reduziu o valor de cristalinidade em 7 %. Essa redução é devido ao fato de o tratamento com NaOH desagregar os feixes de fibras de celulose através do rompimento das ligações de hidrogênio que as unem, aumentando a porção amorfa do material (GURGEL, 2007).
No entanto, Zhao e colaboradores (2006) relatam que todas as celuloses regeneradas têm um decréscimo da cristalinidade (aproximadamente 40 %) comparada com a celulose vegetal. Os resultados da RMN mostram que o processo de dissolução e precipitação convertem a celulose I para a celulose II, e celulose amorfa. Assim, a estrutura da celulose II é mais reativa que a da celulose I e, por outro lado, a estrutura da celulose II menos amorfa pode ser mais reativa em hidrólises que a estrutura amorfa da celulose I. A eliminação da hemicelulose por reação álcali facilita a penetração alcalina e promove a diminuição da cristalinidade, além da transformação da celulose cristalina tipo I em tipo II (ZHAO et al., 2006).
Porém, o tratamento enzimático, com adição de celluclast (celulase - Novozymes, dose de 0,4 mL/g de substrato) ligeiramente aumenta a cristalinidade da celulose e reduz rapidamente o peso molecular (WANG; ZHAO;
DENG, 2007).
Estruturas altamente organizadas são chamadas de microfibrilas e são as menores entidades morfológicas melhor definidas. A celulose vegetal possui relativamente um alto nível de cristalinidade (56-63 %), compostas por regiões cristalinas e não-cristalinas (regiões amorfas) que também podem ser chamadas de macrofibrilas (ZHAO, 2007).
A grande diferença na reatividade entre a celulose amorfa e cristalina resulta na remoção rápida da celulose amorfa perto da superfície das macrofibrilas, que conduz à exposição do volume das microfibrilas. Entretanto, uma rápida perda da superfície da celulose amorfa não muda significativamente a cristalinidade aparente da celulose, desde que haja uma quantidade muito pequena em comparação com a celulose amorfa no volume. Isto sugere que ácidos e moléculas de água não sejam capazes de penetrar no volume das microfibrilas nessas circunstâncias de reações e que os volumes de microfibrilas podem ser hidrolisados na superfície. Assim, a celulose amorfa perto da
superfície hidrolisa primeiro e em seguida a celulose cristalina perto da superfície.
Esse processo é repetido até que a degradação da celulose ocorra (ZHAO et al., 2007).
Geralmente, a solubilidade da celulose depende principalmente do grau de cristalinidade e do peso molecular, sendo muito importante estudar a fonte do material da celulose e as suas condições de solubilidade (ASS; BELGACEM;
FROLLINI, 2006). A celulose derivada de fontes como madeira, sisal, linters e bagaço de cana, variam significativamente em relação ao grau de polimerização à -celulose (celulose pura) e ao índice de cristalinidade. A regeneração da celulose dos sistemas solventes conduz a uma perda de alguma cristalinidade e a uma estrutura amorfa, além das propriedades de dissolução, quanto às ligações irreversíveis, uma vez que influenciam no grau de substituição do acetato de celulose (ZHAO et al., 2006).
