8. Valência de Hematologia
8.1. Hemogramas
O hemograma é uma das análises de rotina mais requisitadas. Contudo, é uma análise complexa composta por vinte e seis parâmetros, acrescentando-se a contagem de eritroblastos e reticulócitos se necessário:
Local: Serviço de Patologia Clínca do Hospital Nossa Senhora da Graça, Tomar Responsáveis da secção:
Dr. Mohsen Rostami (Assistente Hospitalar) Dra. Sandra Monteiro (Técnica Superior de Saúde)
Período de Estágio: 03/04/2017 - 02/06/2017
Volume de trabalho: Em média cerca de 6150 hemogramas/mês.
Atividades realizadas na seção no referendo período:
Colheitas de produtos biológicos aos utentes da consulta externa; Receção de produtos e avaliação da sua conformidade;
Manutenção dos equipamentos;
Execução e avaliação CQI e processamento de amostras para a AEQ; Execução e interpretação de hemogramas;
Execução de velocidades de sedimentação eritrocitária; Doseamento da hemoglobina glicada (HbA1C);
Estudo de hemoglobinopatias; Avaliação da hemostase;
Eritrograma: Hematócrito (HTC), Concentração de hemoglobina, Contagem de Glóbulos Vermelhos, Índices Hematimétricos (Volume Globular Médio, VGM; Hemoglobina Globular Média, HGM; Concentração de Hemoglobina Globular Média, CHGM) e Coeficiente de Dispersão Eritrocitária (RDW, do inglês Red Cell
Distribution Witdth);
Leucograma: Contagem total de leucócitos e Fórmula leucocitária
Plaquetograma: Contagem de plaquetas, Plaquetócrito, Volume Plaquetário Médio (VPM) e o Coeficiente de Dispersão Plaquetária (PDW, do inglês Platelet
Distribution Width).
Como exemplo de patologias diagnosticadas em Hematologia Laboratorial, sublinha-se a Anemia, uma das doenças mais prevalentes do mundo. Segundo a Organização Mundial de Saúde (OMS) é definida pelo valor da hemoglobina, inferior a 13g/dL no homem, inferior a 12g/dL na mulher, sendo variável em crianças de acordo com a idade [95].
A classificação das anemias pode ser morfológica ou fisiopatológica. A classificação morfológica engloba o MCH (anemia normocrómica ou hipocrómica) assim como outros índices, como o MCV (normocítica, microcítica ou macrocítica). Enquanto que a classificação fisiopatológica recorre à contagem de reticulócitos, de forma a designar as anemias como resultando da diminuição da produção/produção inadequada, eritropoiese ineficaz ou aumento da destruição/perdas hemorrágicas [97]. A determinação de alguns parâmetros bioquímicos, designados fatores da hematopoiese, como a ferritina, vitamina B12, ácido fólico, e outros, torna-se mandatório no estudo da etiologia das anemias [96].
A policitémia é classicamente definida pela elevação do hematócrito acima do valor normal, ou pelo aumento da concentração da hemoglobina, com valores de Hb superior a 18,5g/dL no sexo masculino e superior a 16,5g/dL no sexo feminino, ou do número de glóbulos vermelhos [96, 97].
Para classificar as Policitémias em primárias (Policitemia Vera) ou secundária, é importante ter em consideração, para além dos factores enunciados anteriormente, o número de leucócitos, plaquetas, saturação de oxigénio e quantidade de eritropoietina presente em circulação [96].
Existem outras patologias prevalecentes em que o estudo do eritrograma se torna fundamental para o respetivo diagnóstico, como por exemplo na Hemocromatose.
O leucograma avalia as alterações fisiológicas e patológicas dos glóbulos brancos. As alterações podem ser diagnosticadas através do estudo quantitativo, morfológico, citoquímico, citogenético ou por técnicas de biologia molecular.
Relativamente às plaquetas, estas possuem um papel muito importante ao nível da hemostase primária. As alterações ao nível das plaquetas podem ser quantitativas ou qualitativas, no entanto, o plaquetograma permite essencialmente fazer uma avaliação quantitativa.
A observação do esfregaço de sangue periférico é fundamental no diagnóstico e seguimento das hemopatias mais prevalentes.
Equipamentos em funcionamento na secção:
Equipamento: Sysmex XN-1000TM
Amostra: Sangue total colhido em tubos com anticoagulante EDTA K3. Na presença de pseudotrombocitopénias despista-se a possível reação das plaquetas ao anticoagulante, que leva à agregação plaquetar, através da contagem de plaquetas em sangue total colhido em tudo com anticoagulante citrato trissódico8 0,109M.
O Sysmex XN-1000 é um analisador eficiente para a realização de hemogramas, proporcionando informações clínicas pertinentes. Para além da determinação quantitativa, também permite fazer uma avaliação qualitativa das 3 séries e ainda apresenta alarmes para alertar determinadas anomalias (Figura 5).
Contagem de Eritrócitos e Plaquetas
A contagem de eritrócitos (RBC, do inglês Red Blood Cells) e plaquetas (PLT) é efetuada no canal RBC/PLT [98].
Método: Focagem hidrodinâmica com deteção por impedância elétrica.
Uma porção da amostra é injetada, para uma câmara cónica, formando uma coluna de partículas que passam por uma abertura (célula de contagem) que contém um elétrodo de cada lado, onde passa uma corrente contínua. A passagem de uma partícula/célula, envolvidas num líquido condutor, pela abertura gera um impulso elétrico, resultando na alteração da condutividade da corrente elétrica (Figura 6). O número de impulsos está relacionado com o número de partículas e a amplitude (intensidade) com o volume da célula. Os dados obtidos são convertidos em histogramas (Figura 7). A separação destas 2 populações celulares é efetuada por discriminadores automáticos [98].
Figura 6. Tecnologia da focagem hidrodinâmica [99]. Figura 5. Sysmex XN-1000TM.
O objetivo da focagem hidrodinâmica é minimizar a perda e a variação dos impulsos elétricos na zona de deteção e a recirculação de células, de forma a evitar interferências nas contagens celulares, melhorando a precisão e reprodutibilidade do método [98].
O hematócrito, definido como o volume relativo ocupado pelos glóbulos vermelhos, é determinado diretamente através da deteção individual do volume de cada eritrócito [98].
Doseamento da Hemoglobina
O doseamento da hemoglobina é feito no canal da hemoglobina [98].
Método: Lauril Sulfato de Sódio (SLS, do inglês Sodium Lauryl Sulfate).
A amostra é colocada em contacto com um reagente de lise, que irá destruir os eritrócitos e leucócitos. Posteriormente, ocorre a oxidação do ferro presente na hemoglobina, permitindo a ligação do reagente SLS ao grupo heme, formando um complexo corado estável. A quantificação da hemoglobina é feita recorrendo a um método fotométrico, sendo a absorvência medida a 555nm proporcional à concentração da hemoglobina presente na amostra [98].
Este método apresenta uma boa correlação com o método de referência (cianometahemoglobina) [98].
Contagem Diferencial dos Leucócitos
A análise diferencial dos leucócitos (WBC, do inglês White Blood Cell) é feita no canal WDF [98].
Método: Citometria de fluxo de fluorescência.
Uma porção da amostra é colocada em contacto com um surfactante que induz a lise dos RBC e a formação de poros ultramicroscópicos ao nível da membrana dos glóbulos brancos através dos quais um marcador de fluorescência patenteado de polimetina migra e se liga aos ácidos nucleicos. Em seguida, a amostra é transportada para o citometro de fluxo, onde é emitido um feixe de lazer de díodo semicondutor (633nm), que separa as células usando três sinais diferentes (Figura 8) [98]:
Dispersão da luz frontal (forward ou FSC): determina o volume/tamanho célular;
Dispersão da luz lateral (scatter ou SSC): avalia o conteúdo/complexidade (núcleo e grânulos) celular;
Fluorescência lateral (SFL): a intensidade de fluorescência é proporcional ao conteúdo em ácidos nucleicos presentes nas células nucleadas.
A dispersão da luz frontal e lateral são recebidos por fotodíodos, e a florescência lateral é recebida por um fotomultiplicador. A luz recebida é convertida em impulsos elétricos, permitindo diferenciar os leucócitos em neutrófilos, eosinófilos, linfócitos e monócitos, com elevada precisão [98].
Posteriormente, os resultados são apresentados em diagrama de dispersão (Figura 9). O algoritmo adaptável de alarmes Sysmex, baseado no reconhecimento da forma da área da
Figura 8. Tecnologia da citometria de fluxo e sinais de dispersão da luz frontal, lateral e da fluorescência lateral [101].
população celular, consegue discriminar linearmente o agrupamento celular do gráfico de dispersão, analisando a forma e o posicionamento de diferentes populações de células mononucleares [98].
Contagem Total de Leucócitos e Eritroblastos
O canal WNR é o principal canal para contagem de leucócitos e eritroblastos.
Método: Citometria de fluxo de fluorescência, que utiliza um reagente ácido que provoca a lise celular, nomeadamente dos eritrócitos e das plaquetas, e um corante de polimetina específico que cora os ácidos nucleicos. As diferenças em termos volumétricos e de complexidade existentes são analisadas a partir dos sinais de dispersão dos feixes frontal e lateral (Figura 10) [98].
Figura 9. Diagramas de dispersão normal dos leucócitos do canal DIFF, à esquerda [101] e diagrama de dispersão com a localização das diferentes células da série branca, consoante as suas características físico-químicas, à direita
[100].
Contagem de Plaquetas Fluorescentes
Método: Citometria de fluxo de fluorescência com corante específico, a Oxazina. No canal de plaquetas fluorescentes, as plaquetas são identificadas e quantificadas pelo corante que tem afinidade para a superfície do retículo endoplasmático rugoso e mitocôndrias. Essa reação tem excelente correlação com a análise de CD41/CD61, minimizando as interferências na presença de fragmentos celulares. É ainda capaz de analisar graus de imaturidade das plaquetas (Figura 11).
Figura 10. Diagramas de dispersão normal do canal WNR [101].
NRBC: eritroblastos; BASO: basófilos; WBC: leucócitos.
Figura 11. Diagramas de dispersão normal do canal das plaquetas fluorescentes [101].
Contagem de Reticulócitos
Método: Citometria de fluxo com fluorescência
No canal RET O, o surfactante, presente no reagente, perfura ligeiramente as membranas permitindo a entrada do marcador de fluorescência que irá marcar os ácidos nucleicos presentes no interior dos WBC, eritroblastos (NRBC, do inglês Nucleated Red Blood
Cells) e reticulócitos, pelo que a intensidade do sinal de fluorescência resultante é diretamente
proporcional ao teor de ácido nucleico, podendo ser divididos em três categorias consoante o grau de maturidade (Figura 12) [98].
Índices Hematimétricos
Os índices eritrocitários são calculados pelo software do equipamento [98].
Volume Globular Medio (VGM)
Indica o volume médio de um eritrócito do indivíduo:
𝑉𝐺𝑀 (𝑓𝑙) = 𝐻𝑇𝐶 (%)
𝑅𝐵𝐶 (𝑥106/µ𝐿) 𝑥 10
Figura 12. Diagrama de dispersão no canal dos reticulócitos com distribuição normal [101].
RET: reticulócitos; RBC: eritrócitos; LFR: reticulócitos de baixa fluorescência; MFR: reticulócitos de fluorescência média; HFR: reticulócitos de alta fluorescência; IRF: reticulócitos imaturos e resulta da soma dos MFR com os HFR; PLT: Plaquetas.
Hemoglobina Globular Média (HGM)
Indica o peso médio da hemoglobina contida num eritrócito médio do indivíduo:
𝐻𝐺𝑀 (𝑝𝑔) = 𝐻𝐺𝐵 (𝑔/𝑑𝐿)
𝑅𝐵𝐶 (𝑥106/µ𝐿) 𝑥 10
Concentração da Hemoglobina Globular Média (CHGM)
Indica a concentração média de hemoglobina do indivíduo por unidade de volume de eritrócitos:
𝐶𝐻𝐺𝑀 (𝑔/𝑑𝐿) =𝐻𝐺𝑀 (𝑔/𝑑𝐿)
𝐻𝑇𝐶 (%) 𝑥100
Coeficiente de Dispersão Eritrocitário
O RDW indica o grau de anisocitose eritrocitária (em percentagem), sendo obtido a partir do histograma de distribuição de volume dos eritrócitos (coeficiente de variação) [98].
Coeficiente de Dispersão Plaquetário
O PDW indica o grau de anisocitose plaquetar (em percentagem), sendo obtido a partir do histograma de distribuição do volume das plaquetas (coeficiente de variação) [98].
Análise de Líquidos Biológicos
Método: Citometria de fluxo de fluorescência.
Permite a análise precisa de líquidos biológicos, sem necessidade de preparação prévia da amostra [98].
8.1.1. Esfregaço de Sangue Periférico
Um esfregaço de sangue periférico consiste na preparação de uma fina camada de células sobre uma lâmina de vidro, que posteriormente será corada para posterior observação ao microscópico, sendo essencial para uma correta investigação hematológica.
Apenas é efetuado quando solicitado pelo clínico, ou quando quem está a validar achar pertinente a sua execução para confirmar e/ou complementar os resultados fornecidos pelo equipamento.
Amostra: Sangue total colhido em tubo com EDTA K3.
Execução do Esfregaço de Sangue Periférico
1. Depositar uma gota de sangue na extremidade de uma lâmina (lâmina 1), próximo da zona esmerilada (figura 13-A);
2. Segurar outra lâmina (lâmina 2) ou lamela e deslocá-la, sempre apoiada na lâmina 1, até à gota de forma a que ambas façam um ângulo de 30º a 45º (figura 13- B);
3. Deixar que a gota se difunda ao longo da lâmina 2 (figura 13-B);
4. Com um movimento uniforme, deslizar a lâmina 2 no sentido da extremidade livre até que o sangue se esgote (Figura 13-C e D);
5. Identificar a amostra e deixar secar.
Figura 13. Ilustração de como fazer um esfregaço de sangue periférico, à esquerda e esfregaço bem executado, à direita [102].
Coloração do Esfregaço de Sangue Periférico
Equipamento: RAL Stainer (Figura 14)
Método: Coloração de May-Grünwald-Giemsa (coloração panótica)
1. Solução May-Grünwald, permite fixar o esfregaço, pelo metanol presente na solução (solução metanólica de eosinato de azul de metileno);
2. Solução May-Grünwald com tampão fosfato, permite dissociar o corante em eosina e azul de metileno;
3. Solução de Giemsa com tampão fosfato, permite a dissociação do corante em eosina, azul de metileno e azur de metileno.
A eosina (corante ácido) cora os componentes citoplasmáticos básicos da célula de rosa- alaranjado (eosinófilos ou acidófilos) e o azul de metileno (corante básico) cora o núcleo e os componentes citoplasmáticos ácidos da célula de azul-arroxeado (basófilos). A granulações que coram com o azul de metileno e a eosina ficam rosas (neutrófilas). O azur de metileno cora as granulações azurófilas de vermelho-púrpura.
Observação ao Microscópio Ótico do Esfregaço de Sangue Periférico Corado
Para observar um esfregaço morfológico de sangue periférico é necessário em primeiro lugar observar o esfregaço com uma objetivas de baixa ampliação (10x) para avaliar a qualidade
da preparação e a distribuição celular. Posteriormente, com a objetiva de maior ampliação (40 e 100x) observar a morfologia da serie eritrocitária, plaquetar e leucocitária bem como realizar a contagem de leucócitos e eritroblastos, numa região do esfregaço onde as células se encontram individualizadas.
Série Vermelha
As alterações da série vermelha podem manifestar-se de diversas formas, podendo observar-se reticulócitos e/ou eritroblastos no sangue periférico, anisocitose9, poiquilocitose, anisocromia, mas também inclusões eritrocitárias (que podem ser causadas ou não por infeção parasitária) (Tabela 10) [103].
Na presença de eritroblastos o Sysmex XN-1000TM efetua automaticamente a correção
da fórmula leucocitária.
Tabela 10. Alterações qualitativas da serie vermelhas que podem ser observados com a coloração de May-Grünwald-Giemsa e as principais causas (Adaptado [103]).
Imagem Alteração Principais Causas
Tamanho
Microcitose
Anemia ferropénica
Algumas hemoglobinopatias Anemia da doença crónica
Macrocitose
Anemia megaloblástica Mielodisplasia
Doença hepática crónica Alcoolismo
Quimioterapia
9A avaliação do RDW juntamente com o grau de anisocitose é importante nas anemias microcítica hipocrómicas para auxiliar
Tabela 10. Alterações qualitativas da serie vermelhas que podem ser observados com a coloração de May-Grünwald-Giemsa e as principais causas (Adaptado [103]).
Continuação.
Cor
Hipocromia
Anemia ferropénica Talassemias
Anemia da doença crónica
“Hipercromia”10 Esferocitose hereditária
Policromasia11 Anemia regenerativa Tratamento de anemias Anemia hemolítica Forma Esferócitos Esferocitose hereditária
Doença hemolítica do recém-nascido por incompatibilidade ABO
Reações transfusionais Anemia hemolítica autoimune Queimaduras extensas Eliptócitos Eliptocitose hereditária Anemia megaloblástica Anemia ferropénica Talassemias Estomatócitos Estomatocitose hereditária Alcoolismo
Doença hepática obstrutiva
10Geralmente cursa com CHGM entre 36 a 38g/dL, no entanto quando não se observam esferócitos no sangue periférico,
possivelmente a amostra estará hemolisada ou será um erro do equipamento (por exemplo, poderá ser necessário calibrar).
11 Coloração acinzentada dos eritrócitos, devido à presença de proporções idênticas de componentes ácidos e básicos –
Tabela 10. Alterações qualitativas da serie vermelhas que podem ser observados com a coloração de May-Grünwald-Giemsa e as principais causas (Adaptado [103]).
Continuação.
Células em alvo ou target cells
Hemoglobinopatias Anemia ferropénica Drepanocitose Doença hepatobiliar Pós-esplenectomia Drepanócitos Drepanocitose Acantócitos Acantocitose hereditária Doença hepática Pós-esplenectomia Má absorção lipídica Equinócitos Urémia Insuficiencia renal Défice de piruvato cinase Queimadura grave Dacriócitos Talassemia Anemia ferropénica Anemia megaloblástica Mielofibrose Esplenomegalia Síndromes Mielodisplásicas Esquizócitos e Queratócitos
Anemia hemolítica secundária a implantes Doença hemolítica microangiopática Coagulação intravascular disseminada (CIVD)
Inclusões Eritrocitárias
Pontuado Basófilo
Perturbações da eritropoiese Intoxicação por chumbo Drepanocitose
Talassemia
Tabela 10. Alterações qualitativas da serie vermelhas que podem ser observados com a coloração de May-Grünwald-Giemsa e as principais causas (Adaptado [103]).
Continuação.
Doença hepática (alcoolismo)
Corpos de Howell-Jolly Pós-esplenectomia Anemia megaloblástica Anemia hemolítica Anel de Cabot Anemia perniciosa Intoxicação por chumbo
Em determinadas situações pode observar-se alterações na distribuição dos eritrócitos (rouleaux12, aglutinação13) ou a presença de 2 populações distintas (dimorfismo), podendo ser consequência da doença, tratamento ou transfusão.
Série Branca
Permite observar a morfologia dos leucócitos, estado de maturação (aspeto da cromatina/citoplasma) (Anexo VI), presença de blastos, assim como corrigir/confirmar fórmulas leucocitárias emitidas pelo equipamento. Também permite analisar a presença de linfócitos atípicos, célula picnóticas, bastonetes de Auer, corpos de Döhle, céluas de Pelger- Huët ou Pseudo Pelger-Huët, a granulação dos neutrófilos ou a presença de vacúolos. Algumas alterações quantitativas da fórmula leucocitária encontram-se na Tabela 11 [103].
12 Eritrócitos aderem uns aos outros formando pilhas de eritrócitos. Pode ocorrer em situações de gravidez e doenças
inflamatórias, infeciosas ou mieloma múltiplo.
Tabela 11. Alterações quantitativas da serie branca que podem ser observados com a coloração de May-Grünwald-Giemsa e principais causas (Adaptado [103]).
Leucócitos (4-10x109/L) Alterações (V.R) Causa Possível Neutrófilos (45-70%) Neutropénia (<1.5x109/L) Hereditária Drogas, Alcolismo Anemia megaloblástica Causa medicamentosa
Hemoglobina Paroxística Noturna Hiperesplenismo Imune Doença hemato-oncológica Aplasia medular Neutrofilia (>7.0x109/L) Hereditária Inflamação/Infeção Síndrome Mieloproliferativo Tratamento com corticosteroides Últimos meses de gravidez Intoxicação Tabagismo Eosinófilos (1-5%) Eosinofilia (>0.4x109/L) Alergias
Síndrome hipereosinofílica idiopática Hipersensibilidade medicamentosa Infeção parasitária Doença linfoproliferativa Síndrome Mieloproliferativo Doenças autoimunes Basófilos (<1%) Basofilía (> 0.1x109/L) Síndromes Mieloproliferativos Leucemias
Tabela 11. Alterações quantitativas da serie branca que podem ser observados com a coloração de May-Grünwald-Giemsa e principais causas (Adaptado [103]). Continuação.
Leucócitos (4-10x109/L) Linfócitos (20-40%) Linfopénia (<1.0x109/L)
Terapêutica com corticosteroides Imunodeficiências Linfocitoses (>3.7x109/L) /L) Infeções viral Mononucleose Infeciosa Lupus Sistémico Eritematoso Toxoplasmose
Doenças Autoimunes
Leucemia Linfocítica Aguda e Crónica Macroglobulinémia de Waldenström Monócitos (2-10%) Monocitopénia (<0,2x109/L)
Leucemia a “hairy cells”
Terapêutica com glucocorticoides
Monocitose (>0.7x109/L)
Infeções (tuberculose, malária, febre tifoide, endocardite bacteriana…) Doenças inflamatórias
Linfoma de Hodgkin
Leucemias Mielomonocítica e Monocítica
Síndromes Mielodisplásicos
V.R: Valores de referência do Adulto; >: acima de; <: abaixo de.
Série Plaquetar
Permite observar a morfologia das plaquetas (anisocitose plaquetar, plaquetas gigantes), granulação, distribuição (agregados, satelitismo) e confirmar alterações quantitativas (Tabela 12) [103].
Tabela 12. Alterações quantitativas da serie plaquetar que podem ser observados com a coloração de May-Grünwald-Giemsa e principais causas.
Alterações
(V.R) Causa Possível
Trombocitopénias (< 150x109/L)
Presença de auto ou alo-anticorpos, infeções virais, malária, Púrpura Trombocitopenia Imune, Síndrome Hemolítico Urémico, CIVD, trombocitopénia gestacional, sequestração esplénica, cirrose hepática, neoplasias hematológicas, aplasia medular, infiltração medular ou trombopoiese ineficaz.
Trombocitoses (> 450x109/L)
Processos inflamatórios agudos, após hemorragias ou distúrbios mieloproliferativos.
V.R: Valores de referência do adulto; >: acima de; <: abaixo de.
8.1.2. Velocidade de Sedimentação Eritrocitária
A velocidade de sedimentação eritrocitária (VS) reflete a presença de uma resposta inespecífica do organismo a uma agressão, embora seja útil para auxiliar e identificar um processo inflamatório, infecioso ou neoplásico, avaliar a extensão e atividade da doença, bem como a resposta à terapêutica. Um resultado normal não exclui a existência de doença [104].
A VS é definida pela distância, em milímetros, que os RBC percorrem por ação da gravidade num determinado período de tempo, geralmente 1h [104].
Na presença de doença inflamatória verifica-se o aumento de proteínas de fase aguda no plasma, nomeadamente do fibrinogénio. Como possuem carga positiva são atraídas para a superfície dos RBC, neutralizando as cargas repulsivas. Deste modo, os eritrócitos tendem a agregar-se com formação de rouleaux, aumentando a massa celular o que consequentemente leva ao aumento da VS. No entanto, patologias que levam a anomalias na forma dos eritrócitos levam à diminuição da VS, por interferir com a formação de rouleaux. Na insuficiência hepática e cardíaca, no uso de anti-inflamatórios e na hipofibrinogenémia, a VS está diminuída por dificuldade de agregação celular [104].
Por outro lado, em situações de anemia, leucemia, policitémia, no decurso de neoplasias malignas, bem como nos recém-nascidos, a VS está aumentada, por diminuição das forças repulsivas que mantêm as células em suspensão [104].
No laboratório, a medição da VS é feita num equipamento automatizado: Equipamento: Alifax Test 1 THL (Figura 15)
Amostra: Sangue total colhido em tudo de EDTA K3. Método: Fotometria capilar de fluxo.
O sangue é aspirado para um capilar o qual é centrifugado a 20g, a uma temperatura de 37ºC e a leitura é feita por fotometria de infravermelhos a 950nm. Os impulsos elétricos captados por um detetor de fotodíodos estão diretamente relacionados com a concentração de eritrócitos no capilar. O número de impulsos medidos, por metade do tempo, é usado para delinear a curva de sedimentação para cada amostra. Estes valores são depois convertidos para